瘢痕內注射脂肪來源干細胞對兔耳增生性瘢痕的抑制作用研究

張 琪 劉李娜 鄧景成 曹衛剛

瘢痕內注射脂肪來源干細胞對兔耳增生性瘢痕的抑制作用研究

張 琪 劉李娜 鄧景成 曹衛剛

目的研究瘢痕內注射脂肪來源干細胞（ADSC）對兔耳增生性瘢痕的抑制作用及可能機制。方法選取12只新西蘭大白兔，制作兔耳增生性瘢痕模型，隨機平均分成3組，2周后各組右耳瘢痕內注射DMEM作為自身對照，左耳分別注射ADSCs、脂肪來源干細胞條件培養基（ADSCs-CM）及不作處理。注射前及注射后1、2、3周檢測瘢痕增生情況，并于注射后3周取材，行組織化學及基因學檢測。結果造模2周后，傷口均完全上皮化；DMEM注射及未處理組的傷口逐漸出現增厚、變紅、變硬等增生表現，注射后3周時最為明顯；ADSCs及ADSCs-CM注射組均未出現明顯增生反應。取材后HE、Masson染色示，ADSCs及ADSCs-CM注射組瘢痕的膠原密度適中、排列整齊；對照及未處理組瘢痕可見大量致密、雜亂的膠原組織?；驒z測發現，ADSCs及ADSCs-CM注射組瘢痕的α-SMA、CollagenⅠ表達顯著低于對照及未處理組。ADSCs注射組瘢痕冰凍切片Dil熒光染色可見大量存活脂肪來源干細胞。結論瘢痕內注射脂肪來源干細胞可以降低α-SMA、CollagenⅠ基因表達，從而改善瘢痕內膠原堆積，并最終改善瘢痕增生情況。

脂肪來源干細胞增生性瘢痕瘢痕內注射

創面愈合過程包括炎癥期、增生期及重塑期。增生性瘢痕的發生是由于傷口愈合過程中某些重要因素的異常所致。T細胞及巨噬細胞免疫功能異常會導致炎癥期延長，從而產生過多的無功能的胞外基質導致瘢痕增生[5-7]。中性粒細胞在傷口滅菌過程中產生的活性氧類物質（ROS）亦是瘢痕增生的促進因素[8-9]。TGF-β1是目前已知的致纖維化因子之一，能強效刺激傷口組織中膠原纖維的增生堆積，并抑制基質金屬蛋白酶對膠原等胞外基質的分解，從而促進瘢痕增生[10-12]。傷口愈合過程中，肌成纖維細胞能有效縮小傷口，加速上皮化，但同時也合成分泌更多致密無序的膠原纖維，導致增生性瘢痕的攣縮[13-14]。傷口愈合過程中血供不足會導致愈合延遲從而加重瘢痕增生。因而及時、充足的微血管形成及向永久血管網絡轉化十分重要[15]。傷口愈合過程中的任何異常因素都可以影響組織再生從而產生增生性瘢痕。任何可以糾正或緩和傷口愈合過程中異常因素的藥物均可抑制或改善瘢痕增生。在許多纖維化疾病的研究中發現，脂肪來源干細胞（ADSC）治療可以通過減輕炎癥反應、抑制TGF-β1作用并促進組織再生從而抑制纖維化發生及進展[16-18]。本實驗通過建立兔耳瘢痕模型，研究瘢痕內注射ADSCs對兔耳增生性瘢痕的抑制作用及其可能的機制。

1 材料與方法

1.1 主要材料與試劑

新西蘭大白兔，體質量2.0～2.5 K g，雌雄不限，（我院實驗動物中心提供）。

Ⅰ型膠原酶（Sigma公司，美國）；Dil（Invitrogen公司，美國）；DAPI（Sigma公司，美國）；TRIzol（Invitrogen公司，美國）；SYBR Green試劑盒（Takara公司，日本）；Nanodrop（Isogen公司，英國）；小動物超聲測量儀（Esaote公司，意大利）；倒置相差顯微鏡（Nikon公司，日本）；電動高速勻漿器（新芝公司，中國）；PCR儀（Applied Biosystems公司，美國）。

1.2 兔耳瘢痕模型的建立

12只新西蘭大白兔隨機平均分成3組。麻醉后，以直徑1 cm環轉于耳腹側制備6個相同的創面，去除皮膚全層及軟骨膜，按壓止血后均勻涂抹一層紅霉素眼膏，暴露創面，每日清除創面分泌物（圖1）。

1.3 ADSCs培養及ADSCs-CM準備

取4周齡新西蘭大白兔腹股溝脂肪，0.075%Ⅰ型膠原酶37℃消化45 min；1 200 g離心10 min；沉淀物用常規細胞培養基（低糖DMEM加10%胎牛血清及1%雙抗）置于37℃細胞培養箱。取第三代ADSCs接種于六孔板中（5×104cells/cm2），培養16 h后棄去培養基，換無血清DMEM，孵育48 h，收集上清液，300 g離心5 min后過濾（0.22 μm濾器）備用。

1.4 瘢痕內注射

取第三代ADSCs標記Dil，細胞收集離心后PBS洗滌2次，重懸于5 μL/m L Dil稀釋液中（溶劑DMEM），避光，37℃孵育20 min，再次洗滌2遍，重懸于低糖DMEM中（2×107cells/mL）。1 mL注射器吸取細胞懸液或ADSCs-CM，用29 G針頭從瘢痕邊緣進針至中心處，緩慢推注0.2 mL，對照側同法推注0.2 mL低糖DMEM。

1.5 瘢痕大體觀察

術前及術后5周內每周拍照，記錄瘢痕組織外觀變化，同時采用超聲測量儀記錄瘢痕內部增生情況。

1.6 組織學檢測

術后5周取材，每塊瘢痕組織從中間最高處切成兩半，分別固定于4%多聚甲醛中，取其中1份行石蠟包埋，切片，HE染色，鏡下觀察拍照，計算瘢痕增生指數（SEI）。采用Masson三色染色法進一步觀察瘢痕組織中膠原的堆積及排列情況。

1.7 ADSCs熒光染色示蹤

瘢痕組織取材，4%多聚甲醛固定24 h后，換10%蔗糖溶液，4℃避光脫水12 h，30%蔗糖溶液4℃避光脫水24 h，OCT包埋，置于-80℃保存備用。取OCT包埋組織，冰凍切片10 μm，貼片后PBS洗滌3次，置于空氣中干燥10 min，DAPI（1 μg/mL）襯染胞核，熒光顯微鏡觀察拍照。

1.8 實時熒光定量PCR檢測

瘢痕組織取材后去除表皮、軟骨及下層組織，置于液氮中速凍1 min，電動高速勻漿器勻漿，加入TRIzol（體積比1∶1），按操作說明提取組織總RNA，采用Nanodrop測量其濃度和純度。用反轉錄試劑盒生成cDNA，1∶25稀釋于去DNase水中備用。實時熒光定量PCR按SYBR Green試劑盒操作，結果采用β-actin為內參，計算2-DDCt及倍數值。引物序列包括α-SMA：F 5’-CAGGGAGTAATGGTTGGAAT-3’，R 5’-TCTCAAACATAATCTGGGTCA-3’；Collagen type Ι：F 5’-CCCAACCAAGGATGCACTA-3’，R 5’-CTTGGCCTTGGAGCTCTTATAC-3’；β-actin：F 5’-GCTATTTGGCGCTGGACTT-3’，R 5’-GCG實驗GCTCGTAGCTCTTCTC-3’。

1.9 統計分析

數據統計分析采用GraphPad Prism 6軟件，Student’s-t檢驗比較實驗組及其自身對照的SEI值及基因表達。P＜0.05為差異有顯著性。

2 實驗結果

2.1 ADSCs及ADSCs-CM注射均可抑制瘢痕增生

術后2周，大體觀察所有創面均已完全上皮化。DMEM注射及未處理組可見創面上皮化后逐漸增厚、變硬、變紅，并逐漸明顯突出于周圍正常組織，而ADSCs及ADSCs-CM注射組瘢痕未見明顯增生，并逐漸與正常組織相似（圖2）。

超聲檢查瘢痕組織可清晰觀察到表皮、真皮、軟骨、軟骨下結締組織，并可同時測量真皮組織的厚度，相比傳統測量瘢痕全層厚度的方法，該方法能更準確地反應真皮層的厚度。B超示，DMEM注射及未處理組真皮層逐漸增厚，明顯高于周圍正常組織；而ADSCs及ADSCs-CM注射組未見明顯增厚（圖3）。

術后5周，HE染色示DMEM注射及未處理組瘢痕顯著增厚，并伴輕度攣縮；而ADSCs及ADSCs-CM注射組平薄，類似正常組織（圖4）。

計算并比較SEI值，ADSCs及ADSCs-CM注射組的SEI值均顯著低于其自身對照（1.08±0.05 vs 1.93±0.09，**：P＜0.01，n=24；1.33±0.10 vs 1.97±0.11，**：P＜0.01，n=24）。而未處理組雙側SEI值無明顯差異（1.90±0.12 vs 1.94±0.06，P＞0.05，n=24）。另外，ADSCs注射組瘢痕的SEI值低于ADSCs-CM注射組（△：P＜0.01）（圖5）。

Masson染色觀察膠原增生及排列可見自身對照及未處理組膠原致密，排列雜亂，而ADSCs及ADSCs-CM注射組膠原較稀疏且排列整齊（圖6）。

2.2 ADSCs及ADSCs-CM抑制基因表達

實時熒光定量檢測示，ADSCs及ADSCs-CM注射可抑制α-SMA及Ι型膠原mRNA表達（**：P＜0.01），而DMEM注射及未處理組基因表達無明顯差異。亦可見ADSCs注射組瘢痕α-SMA及Ι型膠原mRNA表達量顯著低于ADSCs-CM注射組（*：P＜0.05）（圖7）。

2.3 熒光染色示蹤結果

Dil標記ADSCs熒光染色示大量綠色熒光細胞，表明ADSCs注射后3周瘢痕內存在大量存活的ADSCs（圖8）。

圖1 兔耳增生性瘢痕模型Fig.1 Hypertrophic scar model of rabbit ear

圖2 各組兔耳增生性瘢痕注射前后照片Fig.2 Photos of the hypertrophic scar of rabbit ear before and after injection in each group

圖3 各組兔耳增生性瘢痕注射前后B超檢測Fig.3 Utrasonography of the hypertrophic scar of rabbit ear before and after injection in each group

圖4 不同處理組術后5周HE染色結果Fig.4 H istological observation in each group 5 weeks after operation

圖5 各組瘢痕增生指數Fig.5 Calculation of scar elevated index in each group

圖6 不同處理組術后5周M asson染色結果Fig.6 Histological observation in each group by M asson staining 5 weeks after operation

圖7 各組α-SMA及Ι型膠原基因表達Fig.7 Gene expression of α-SMA and collagen Ι in each group

圖8 ADSCs的Dil熒光染色Fig.8 Dil staining of ADSCs

3 討論

術后或創傷后瘢痕，輕者影響外觀，重者可導致器官功能障礙。臨床發現，部分燒傷后瘢痕行脂肪填充后，瘢痕組織可能軟化，質地向正常皮膚轉變，其組織學結構亦趨于正常皮膚組織。該現象的機制目前并不清楚，可能是脂肪組織中ADSCs促進了瘢痕組織學及臨床表現的改變[19-21]。

對于創面愈合機制的研究理論可以用于解釋瘢痕增生的可能原因[1-2，22]。創面愈合過程較為復雜，可分為序貫并相互重疊的3個時期，即炎癥期、增生期及重塑期。此過程中的任何異常均可導致瘢痕增生。多項研究證實，間充質干細胞（MSCs）可通過促進創面愈合，從而抑制增生性瘢痕產生。

2001年Zuk等發現了ADSCs，屬于MSCs的一種，但具有易獲取、易分離培養、量多的優勢，被廣泛應用于組織工程種子細胞，以及促進創面愈合、抗衰老、抗纖維化方面[23-27]。ADSCs應用于各種纖維化疾病的治療已有廣泛研究。已在動物模型中證實，聲帶受損后注射ADSCs，可有效抑制萎縮性或增生性瘢痕形成[16]；在急性心梗小鼠模型中注射ADSCs，可以縮小梗死面積、減輕心肌瘢痕形成，并促進心功能恢復。研究發現，ADSCs可以遷移至心梗處，并表達內皮細胞標志，與血管重建密切相關[17]。

但是，ADSCs在皮膚瘢痕形成中的作用并未有相關研究。本實驗探索ADSCs在體內瘢痕形成過程中的抗纖維化作用。實驗結果表明，ADSCs及其條件培養基對瘢痕增生均有不同程度的抑制作用，并可促進瘢痕向正常組織轉化。ADSCs-CM是ADSCs體外培養48小時內的上清液，其中含有多種ADSCs分泌的細胞因子，如IL-10和HGF等。這些細胞因子可降低TGF-β1及膠原表達，促進MMPs表達，從而加速細胞外基質更新，抑制纖維化[28-31]。其中，HGF還可抑制成纖維細胞向肌成纖維細胞分化，從而抑制其致纖維化作用[14]。在創面愈合的增生期，血管形成可以為成纖維細胞形成肉芽組織提供充足營養基質[15]。ADSCs分泌的VEGF-A和b-FGF可以強效促進血管內皮細胞遷移、增殖及分化，從而有利于血管生成及穩定[32-35]。

本實驗同時發現，ADSCs的抑制瘢痕增生作用顯著強于ADSCs-CM。ADSCs除通過分泌一些抗纖維化細胞因子抑制瘢痕增生外，還存在著其他抑制纖維化的作用機制。研究表明，MSCs可被創面的炎癥環境所激發，啟動其免疫調節作用，上調前列腺素E2及環氧化酶-2的表達，減輕炎癥反應并抑制炎癥反應延長導致的T細胞及巨噬細胞免疫功能紊亂[6-7]。ROS是創面愈合過程中的一類致纖維化物質，可以誘導TGF-β1表達增強[8，36]。MSCs可以通過促進T細胞產生誘導性NO，從而改變ROS/RNS（反應活性氮類物質）平衡，阻止纖維化形成[9]。另有研究表明，ADSCs能在傷口真表皮細胞的影響下通過表型轉換，分化成為成纖維細胞及角質形成細胞，直接參與真皮和表皮的組織結構再生[37]。本實驗發現，ADSCs注射組在注射后3周，瘢痕組織內存在大量存活的ADSCs，推測ADSCs積極參與了創面愈合及組織再生。由于Dil標記熒光染色的時效性有限，未能追蹤到ADSCs的最終轉化，因而有待于進一步的研究，以證實ADSCs是否向創面愈合相關細胞轉化，如血管內皮細胞、成纖維細胞及表皮細胞等。

4 結論

本實驗采用穩定的兔耳增生性瘢痕模型,研究ADSCs及其條件培養基的瘢痕增生抑制作用。我們證實，ADSCs及其條件培養基對瘢痕增生均有抑制作用，但ADSCs作用顯著強于ADSCs-CM，推測ADSCs不僅通過分泌抗纖維化因子抑制瘢痕增生，還可能通過ADSCs與創面內細胞間相互作用，及ADSCs向其他細胞分化，參與創面愈合及組織再生。

[1]李薈元.新編瘢痕學[M].重慶:第四軍醫大學出版社,2004,9-10.

[2]Niessen FB,Spauwen PH,Schalkwijk J,et al.On the nature of hypertrophic scars and keloids:a review[J].Plast Reconstr Surg, 1999,104(5):1435-1458.

[3]Steinstraesser L,Flak E,Witte B,et al.Pressure garment therapy alone and in combination with silicone for the prevention of hypertrophic scarring:randomized controlled trial with intraindividual comparison[J].Plast Reconstr Surg,2011,128(4):306e-313e.

[4]Jackson WM,Nesti LJ,Tuan RS.Mesenchymal stem cell therapy for attenuation of scar formation during wound healing[J].Stem Cell Res Ther,2012,3(3):20.

[5]Martinez FO,Helming L,Gordon S.Alternative activation of macrophages:an immunologic functional perspective[J].Annu Rev Immunol,2009,27(1):451-483.

[6]Ashcroft GS,Yang X,Glick AB,et al.Mice lacking Smad3 show accelerated wound healing and an impaired local inflammatory response[J].Nat Cell Biol,1999,1(5):260-266.

[7]Redd MJ,Cooper L,Wood W,et al.Wound healing and inflammation: embryos reveal the way to perfect repair[J].Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci,2004,359(1445):777-784.

[8]Muriel P.Nitric oxide protection of rat liver from lipid peroxidation, collagen accumulation,and liver damage induced by carbon tetrachloride[J].Biochem Pharmacol,1998,56(6):773-779.

[9]Ferrini MG,Vernet D,Magee TR,et al.Antifibrotic role of inducible nitric oxide synthase[J].Nitric Oxide,2002,6(3):283-294.

[10]Spiekman M,Przybyt E,Plantinga JA,et al.Adipose tissue-derived stromal cells inhibit TGF-β1-induced differentiation of human dermal fibroblasts and keloid scar-derived fibroblasts in a paracrine fashion[J].Plast Reconstr Surg,2014,134(4):699-712.

[11]Castro NE,Kato M,Park JT,et al.Transforming growth factor β1 (TGF-β1)enhances expression of profibrotic genes through a novel signaling cascade and microRNAs in renal mesangial cells [J].The J Biol Chem,2014,289(42):29001-29013.

[12]Pakyari M,Farrokhi A,Maharlooei MK,et al.Critical role of transforming growth factor β in different phases of wound healing [J].Adv Wound Care(New Rochelle),2013,2(5):215-224.

[13]Hu M,Che P,Han X,et al.Therapeutic targeting of SRC kinase in myofibroblast differentiation and pulmonary fibrosis[J].J Pharmacol Exp Ther,2014,351(1):87-95.

[14]Shukla MN,Rose JL,Ray R,et al.Hepatocyte growth factor inhibits epithelial to myofibroblast transition in lung cells via Smad7[J].Am J Respir Cell Mol Biol,2009,40(6):643-653.

[15]Brown LF,Yeo KT,Berse B,et al.Expression of vascular permeability factor(vascular endothelial growth factor)by epidermal keratinocytes during wound healing[J].J Exp Med,1992,176(5):1375-1379.

[16]Lee BJ,Wang SG,Lee JC,et al.The prevention of vocal fold scarring using autologous adipose tissue-derived stromal cells[J]. Cells Tissues Organs,2006,184(3-4):198-204.

[17]Yu LH,Kim MH,Park TH,et al.Improvement of cardiac function and remodeling by transplanting adipose tissue-derived stromal cells into a mouse model of acute myocardial infarction[J].Int J Cardiol,2010,139(2):166-172.

[18]Castiglione F,Hedlund P,Van der Aa F,et al.Intratunical injection of human adipose tissue-derived stem cells prevents fibrosis and is associated with improved erectile function in a rat model of Peyronie's disease[J].Eur Urol,2013,63(3):551-560.

[19]Klinger M,Caviggioli F,Klinger FM,et al.Autologous fat graft in scar treatment[J].J Craniofac Surg,2013,24(5):1610-1615.

[20]Wang G,Ren Y,Cao W,et al.Liposculpture and fat grafting for aesthetic correction of the gluteal concave deformity associated with multiple intragluteal injection of penicillin in childhood[J]. Aesthet Plast Surg,2013,37(1):39-45.

[21]Bruno A,Delli Santi G,Fasciani L,et al.Burn scar lipofilling: immunohistochemical and clinical outcomes[J].J Craniofac Surg, 2013,24(5):1806-1814.

[22]Tuan TL,Nichter LS.The molecular basis of keloid and hyper trophic scar formation[J].Mol Med Today,1998,4(1):19-24.

[23]Zuk PA.The adipose-derived stem cell:looking back and looking ahead[J].Mol Biol Cell,2010,21(11):1783-1787.

[24]Kim WS,Park BS,Sung JH,et al.Wound healing effect of adiposederived stem cells:a critical role of secretory factors on human dermal fibroblasts[J].J Dermatol Sci,2007,48(1):15-24.

[25]Chang H,Park JH,Min KH,et al.Whitening effects of adiposederived stem cells:a preliminary in vivo study[J].Aesthet Plast Surg,2014,38(1):230-233.

[26]Kim JH,Jung M,Kim HS,et al.Adipose-derived stem cells as a new therapeutic modality for ageing skin[J].Exp Dermatol,2011, 20(5):383-387.

[27]Seki A,Sakai Y,Komura T,et al.Adipose tissue-derived stem cells as a regenerative therapy for a mouse steatohepatitis-induced cirrhosis model[J].Hepatology,2013,58(3):1133-1142.

[28]Moore KW,de Waal Malefyt R,Coffman RL,et al.Interleukin-10 and the interleukin-10 receptor[J].Annu Rev Immunol, 2001,19(1):683-765.

[29]Reitamo S,Remitz A,Tamai K,et al.Interleukin-10 modulates type I collagen and matrix metalloprotease gene expression in cultured human skin fibroblasts[J].J Clin Invest,1994,94(6): 2489-2492.

[30]Kanemura H,Iimuro Y,Takeuchi M,et al.Hepatocyte growth factor gene transfer with naked plasmid DNA ameliorates dimethylnitrosamine-induced liver fibrosis in rats[J].Hepatol Res,2008,38(9):930-939.

[31]Mou S,Wang Q,Shi B,et al.Hepatocyte growth factor suppresses transforming growth factor-beta-1 and type III collagen in human primary renal fibroblasts[J].Kaohsiung J Med Sci,2009,25(11): 577-587.

[32]Hsiao ST,Lokmic Z,Peshavariya H,et al.Hypoxic conditioning enhances the angiogenic paracrine activity of human adiposederived stem cells[J].Stem Cells Dev,2013,22(10):1614-1623.

[33]Duffy GP,Ahsan T,O'Brien T,et al.Bone marrow-derived mesenchymal stem cells promote angiogenic processes in a timeand dose-dependent manner in vitro[J].Tissue Eng Part A, 2009,15(9):2459-2470.

[34]Kato J,Tsuruda T,Kita T,et al.Adrenomedullin:a protective factor for blood vessels[J].Arterioscler Thromb Vasc Biol,2005, 25(12):2480-2487.

[35]Lozito TP,Taboas JM,Kuo CK,et al.Mesenchymal stem cell modification of endothelial matrix regulates their vascular differentiation[J].J Cell Biochem,2009,107(4):706-713.

[36]Bryan N,Ahswin H,Smart N,et al.Reactive oxygen species (ROS)--a family of fate deciding molecules pivotal in constructive inflammation and wound healing[J].Eur Cell Mater,2012,24(1): 249-265.

[37]Wu Y,Chen L,Scott PG,et al.Mesenchymal stem cells enhance wound healing through differentiation and angiogenesis[J].Stem cells,2007,25(10):2648-2659.

The Inhibition Effect of Intra-cicatrix Injection of ADSCs on Ear Hypertrophic Scar of Rabbit

ZHANG QI,LIU Lina,DENG Jingcheng,CAO Weigang.
Department of Plastic and Reconstructive Surgery,Shanghai Ninth peop le's Hospital, Shanghai Jiaotong University School of Medicine,Shanghai 200011,China.Corresponding author:CAO Weigang(E-mail: wgcao@sina.com).

Objective To investigate the inhibition effect and mechanism of intra-cicatrix injection of adipose derived stem cells on hypertrophic scar in rabbit ear.M ethods Twelve New Zealand white rabbits were used for establishing scar model and were random ly divided into 3 groups.Two weeks after the operation,all the right ears were injected DMEM as internal control while left ears of group 1,2 were injected ADSCs,ADSCs-CM respectively.Left ears in the third group were remained untouched.Photos and ultrasonography were taken before and 1,2,3 weeks after injection.Histochemical and genetic detection were used 3 weeks after the rabbits were sacrificed for offering scar tissue.Results All wounds were reepithelized 2 weeks after the injection.Wounds injected DMEM and untouched gradually grew thick,red and stiff which are the symptoms of hypertrophic scars,while ADSCs and ADSCs-CM injected ones showed no sign of growing hypertrophic.HE and Masson's staining showed collagen deposit and irregularly arrangement in the DMEM injection and untouched scars, while much less and better arranged collagen deposit were shown in both ADSCs and ADSCs-CM treated ones.Genetic detection showed lower expression of α-SMA,CollagenⅠin ADSCs and ADSCs-CM injection scars,compared with DMEM treated and untreated ones.Dil label staining showed a larger amount of ADSCs in the scar tissue of ADSCs treated group. Conclusion Intra-cicatrix injection of ADSCs can inhibit hypertrophic scar through ameliorating collagen deposit by down regulate the expression of α-SMA,CollagenⅠ.

Adipose derived stem cells;Hypertrophic scar;Intra-cicatrix injection增生性瘢痕的發生是由于真皮組織損傷導致細胞外基質，尤其是膠原組織的異常堆積及重塑[1]。其典型表現是增厚、變紅、變硬及伴癢感，影響美觀，甚至造成功能障礙[2]。目前，瘢痕的治療方法很多，包括切除、皮內激素注射、加壓、激光等，但尚未有一種方法可單獨持久有效地抑制或治療瘢痕增生[3-4]。

R619+.6

A

1673－0364（2015）03－0139－05

10.3969/j.issn.1673-0364.2015.03.006

2015年3月20日；

2015年4月28日）

200011上海市上海交通大學醫學院附屬第九人民醫院整復外科。

曹衛剛（E-mail：wgcao@sina.com）。