高糖環境下不同濃度硫氫化鈉對人腎小管上皮氧化應激的影響

劉愛東，王 箐 ，田 琳，劉曉紅，曾俊偉

(1.遵義醫學院 生理學教研室，貴州 遵義 563099；2.遵義醫學院 機能學實驗室，貴州 遵義 563099)

有研究表明，高糖環境下腎臟細胞產生的氧化應激(Oxidative stress,OS)損傷可能是糖尿病腎病(Diabetic nephropathy,DN)發病的重要機制之一[1-2]，高糖誘導的線粒體呼吸鏈產生過量的活性氧自由基(Reactive oxygen radicals,ROS)是糖尿病并發癥的始動環節[3-4]。硫化氫(Hydrogen sulfide,H2S)具有較強的抗炎癥、抗氧化應激和抗細胞凋亡等功能[5]。硫氫化鈉(Sodium hydrosulfide,NaHS)是外源性H2S供體硫化鹽的一種，在溶液中可分離出Na+和HS-，隨后HS-和H+生成H2S。NaHS作為H2S供體已經廣泛應用于H2S的研究當中。本研究的目的在于通過培養人腎小管上皮細胞HK-2，觀察NaHS在低糖條件和高糖誘導下對腎小管上皮細胞氧化應激的影響。

1 材料與方法

1.1 材料與儀器 人腎小管上皮細胞株HK-2購于上海生命科學院；NaHS(純度72%)購于Sigma公司；DMEM(Dulbecco's modified eagle medium)細胞培養基和胎牛血清(Fetal bovine serum,FBS)購于Hyclone公司；青鏈雙抗購于上海生工生物工程有限公司；D-葡萄糖(純度≥99.5%)購于阿拉丁試劑公司，二甲基亞砜(Dimethyl sulfoxide,DMSO)購于Sigma公司；超氧化物歧化酶(Superoxide dismutase,SOD)、丙二醛(Malondialdehyde;Malonic dialdehyde,MDA)、谷胱甘肽過氧化物酶(Glutathione peroxidase,GSH-px)、過氧化氫(Hydrogen peroxide,H2O2)試劑盒購自南京建成生物工程研究所；超氧化物陰離子熒光探針(Dihydroethidium,DHE熒光探針)購于上海碧云天生物技術有限公司。

細胞培養箱 (美國Thermo，型號:Labserv CO-150)；超凈工作臺(蘇州安泰科技有限公司)；離心機(德國Eppendorf公司，型號:5418)；分光光度計(BIO-RAD公司)；恒溫水浴(Leica公司，型號:HI1210)；激光共聚焦顯微鏡(Leica公司) 。

1.2 方法

1.2.1 細胞培養 取凍存的HK-2細胞，37 ℃快速解凍后，1 200 rpm離心5 min，用DMEM培養基清洗2次后用DMEM基礎培養基重懸再離心；加入完全培養基進行培養，每天換一次培養基；待細胞達70%～80%匯合后接種于6孔培養板，每孔1 mL，37 ℃，5% CO2培養箱內培養24 h。

1.2.2 實驗分組與處理 待同步化培養24 h后，將細胞分為8 組：①低糖對照組(5.5 mmol/L D-葡萄糖)；②低糖+NaHS低劑量組(5.5 mmol/L D-葡萄糖+NaHS 50 μmol/L)；③低糖+NaHS中劑量組(5.5 mmol/L D-葡萄糖+NaHS 100 μmol/L)；④低糖+NaHS高劑量組(5.5 mmol/L D-葡萄糖+NaHS 200 μmol/L)；⑤高糖組(40 mmol/L D-葡萄糖)；⑥高糖+NaHS低劑量組(40 mmol/L D-葡萄糖+NaHS 50 μmol/L)；⑦高糖+NaHS中劑量組(40 mmol/L D-葡萄糖+NaHS 100 μmol/L)；⑧高糖+NaHS高劑量組(40 mmol/L D-葡萄糖+NaHS 200 μmol/L)；每組設3個復孔。于37 ℃培養箱中培養處理24、48 h后，分別收集各組細胞和培養液用于后續實驗。

1.2.3 SOD活性、MDA含量、GSH-px活力的測定 取各組于24、48 h收集的上清液，用比色法測各組培養液中的SOD活性、MDA含量和GSH-px活力。

1.2.3.1 檢測SOD活性 按照說明書的具體步驟加樣混勻，室溫放置10 min，于波長550 nm處，1 cm光徑比色皿，蒸餾水調零，比色。代入計算公式測得細胞培養液中SOD活性(U/mL)。

1.2.3.2 檢測MDA含量 按照說明書的具體操作步驟加樣后漩渦混勻器混勻，試管口用保鮮膜扎緊，用針頭刺一小孔，95 ℃水浴40 min，取出后流水冷卻，532 nm處，1 cm光徑，雙蒸水調零，測各管吸光值。依照計算公式測得細胞培養液中MDA(nmol/mL)。

1.2.3.3 檢測GSH-px活力 第一步進行酶促反應，按照說明書的具體操作步驟加樣后混勻，3 500 rpm離心10 min，取上清1 mL作顯色反應。第二步顯色反應，按照說明書的具體操作步驟加樣后混勻，室溫靜置15 min后，波長412 nm，1 cm光徑，雙蒸水調零，測定各管吸光值。代入公式計算GSH-px活力(nmol/mL)。

1.2.4 比色法測各組培養液中的H2O2水平 取各組于 24、48 h收集的上清液，按照說明書的具體操作步驟加樣混勻，于405 nm處，1 cm光徑，蒸餾水調零，測各管吸光值。帶入計算公式得出培養液中的各組培養液中H2O2水平(mmol/mL)。

1.2.5 激光共聚焦觀察各組ROS水平 待細胞長滿后接種于96孔培養板，每孔100 μL，37 ℃，5%CO2培養箱內培養24 h，觀察細胞密度達80%。在各組加藥24、48 h后吸棄培養液，加入濃度為10 μmol/L的DHE熒光探針溶液，在37 ℃細胞培養箱內孵育20 min后，用無血清細胞培養液洗滌細胞3次，以充分去除未進入細胞內的DHE。用激光共聚焦顯微觀察細胞熒光強度并拍照。

2 結果

2.1 測定細胞培養液SOD活性、MDA含量以及GSH-px活力結果 高糖組24、48 h的SOD活性和GSH-px活力較低糖對照組下降(P<0.01，P<0.05)，而MDA含量增高(P<0.05)。細胞培養24、48 h，低糖+NaHS低、中、高劑量組SOD活性和GSH-px活力較低糖對照組增高(P<0.05)，MDA含量降低(P<0.05)；高糖+NaHS低、中、高劑量組SOD活性和GSH-px活力較高糖組增高(P<0.01，P<0.05)，MDA含量降低(P<0.05，見表1)。

組別SOD活性(U/mL) 24 h 48 hMDA含量(nmol/mL)24 h 48 hGSH-px活力(nmol/mL)24 h 48 h 低糖對照13.555±0.47113.762±0.7888.215±0.06110.326±0.16025.550±0.70328.038±0.760低糖+NaHS低劑量14.560±0.144*14.771±0.3908.509±0.029*10.705±0.185#30.045±0.673*32.961±0.494#低糖+NaHS中劑量16.488±0.499*16.694±0.636#9.443±0.135*11.776±0.318#30.675±1.576*33.680±1.943#低糖+NaHS高劑量17.355±0.142*17.494±0.259#9.514±0.083*10.653±0.154#43.154±1.384*47.366±1.482#高糖對照 5.178±0.543** 5.633±1.081##17.164±0.173#21.087±0.304#15.324±0.959*16.808±0.922#高糖+NaHS低劑量11.424±0.227△△11.791±0.449▲▲15.652±0.128△19.331±0.272▲21.555±1.327△23.647±1.359▲高糖+NaHS中劑量14.143±0.650△△15.148±1.660▲▲11.996±0.075△19.923±0.358▲33.253±1.432△36.509±1.677▲高糖+NaHS高劑量12.985±0.221△△13.139±0.499▲▲13.029±0.121△16.089±0.277▲27.829±1.516△30.538±1.800▲

與24 h低糖對照組比較,*：P<0.05,**：P<0.01; 與48 h低糖對照組比較,#：P<0.05,##：P<0.01;與24 h高糖對照組比較,△：P<0.05,△△：P<0.01; 與48 h高糖對照組比較,▲：P<0.05,▲▲：P<0.01。

2.2 測定細胞培養液H2O2水平的結果 高糖組24、48 h的H2O2水平較低糖對照組明顯增加(P<0.01)。細胞培養24、48 h，低糖+NaHS低、中、高劑量組H2O2水平與低糖對照組相比，以中劑量的NaHS對H2O2水平降低效果明顯(P<0.05)；高糖+NaHS低、中、高劑量組H2O2水平與高糖組相比，有不同程度的降低，其中以中劑量的NaHS對H2O2水平降低效果更為明顯 (P<0.05，見表2)。

組別H2O2水平(mmol/L) 24 h 48 h低糖對照125.005±4.035190.288±9.658低糖+NaHS低劑量130.533±4.462198.428±9.600低糖+NaHS中劑量 115.474±4.340*176.431±15.984#低糖+NaHS高劑量126.999±4.141 193.233±10.332高糖對照244.388±7.969**369.031±19.720##高糖+NaHS低劑量230.388±7.480 345.516±17.980高糖+NaHS中劑量 160.787±21.396△242.361±18.870▲高糖+NaHS高劑量199.845±6.287△300.587±15.490▲

與24 h低糖對照組比較,*：P<0.05,**：P<0.01; 與48 h低糖對照組比較,##：P<0.01;與24 h高糖對照組比較,△：P<0.05; 與48 h高糖對照組比較,▲：P<0.05。

2.3 測定各組ROS水平的結果 高糖對照組24、48 h的ROS水平較低糖對照組明顯增加。細胞培養24、48 h，低糖+NaHS低、中、高劑量組ROS水平與低糖對照組相比，均有不同程度的降低，其中以中劑量的NaHS對ROS水平降低效果較明顯；高糖+NaHS低、中、高劑量組ROS水平與高糖對照組相比，也有不同程度的降低，其中以中劑量的NaHS對ROS水平降低效果較明顯 (見圖1～2)。

A:低糖對照組; B:低糖+NaHS低劑量組; C:低糖+NaHS中劑量組; D:低糖+NaHS高劑量組; E:高糖對照組; F:高糖+NaHS低劑量組; G:高糖+NaHS中劑量組; H:高糖+NaHS高劑量組。圖1 細胞培養24 h高糖及NaHS對各組HK-2細胞ROS水平影響

A:低糖對照組; B:低糖+NaHS低劑量組; C:低糖+NaHS中劑量組; D:低糖+NaHS高劑量組; E:高糖對照組; F:高糖+NaHS低劑量組; G:高糖+NaHS中劑量組; H:高糖+NaHS高劑量組。圖2 細胞培養48 h高糖及NaHS對各組HK-2細胞ROS水平影響

3 討論

DN是糖尿病嚴重的微血管并發癥，也是導致慢性腎功能衰竭的主要原因。高血糖是公認的DN中起關鍵作用的因子，腎小管結構或功能的損傷在早期糖尿病腎病的形成中具有重要作用[6]。高血糖環境下，可引起腎組織發生氧化應激，損傷腎小管上皮細胞[7]。氧化應激反應產生的ROS在DN發生和發展中起關鍵性作用[8]。在正常情況下，適量的 ROS在細胞內信號轉導過程中發揮作用，而當細胞內的ROS水平異常升高時，氧自由基的清除劑SOD不能及時將過量的ROS 清除，導致細胞膜上的脂質發生過氧化，引起細胞膜通透性的改變，進而引起氧化損傷，并可引起細胞內信號傳遞發生紊亂，從而促進細胞凋亡[9-10]。

SOD能清除超氧陰離子自由基(O2 -) ，其活力的高低直接反應了機體清除自由基的能力，GSH-px 是機體內廣泛存在的一種重要的過氧化物分解酶，保護細胞膜的結構及功能不受過氧化物的損害，反映機體的抗氧化能力。MDA 是過氧化脂質分解產物，其含量測定常與 SOD 的測定相互配合，MDA 的濃度和SOD 活力可作為膜脂質過氧化損害程度的主要標志。高糖環境可引起內源性H2S產生減少，導致細胞發生病理改變，補充外源性H2S或(和)內源性H2S的增多有效抑制了DN的病理改變，抑制細胞凋亡[11～13]。H2O2作為細胞內信號分子可進行信號傳導，在生理狀況較低水平可模擬生長因子的某些效應，如增殖和(或)存活。但H2O2濃度的急劇增高可引起細胞氧化應激、DNA氧化及損傷，繼而發生細胞突變和凋亡[14]。

本實驗結果顯示高糖培養HK-2 細胞24、48 h后，細胞內產生ROS 增多，培養液中H2O2水平增高，MDA含量逐漸增高，而 SOD 活性降低、GSH-px活力減退，說明高糖誘發細胞處于氧化應激狀態，表明氧化應激參與了糖尿病腎病的發生。給予不同濃度的NaHS，可減少高糖環境下ROS 生成，減少H2O2的產生，降低MDA 含量，提高SOD活性和GSH-px活力，對腎小管起一定的保護作用。在本實驗研究中，還發現外源性H2S可減少低糖條件下ROS 生成，減少低糖條件下的H2O2的產生，降低MDA 含量，提高SOD 活性以及GSH-px活力。在以往的實驗結果還顯示外源性H2S可抑制低糖和高糖條件下的HK-2細胞的凋亡[13]。

綜上所述，無論在低糖條件還是高糖環境，外源性H2S可通過減輕腎小管細胞的氧化損傷，抑制細胞凋亡而發揮其對腎臟的保護作用。