不同儲存方式和發酵時間對茅臺酒糟常規營養成分含量、發酵品質和微生物多樣性的影響

樊雪瑩 成啟明 陳玉連 李 平 龍見華 李茂雅 陳 超

(貴州大學動物科學學院，貴陽 550000)

近年來，隨著農業供給側結構性改革的推進，以牛、羊為主的草食畜牧業比例逐步提高。畜牧業的發展帶動了飼草產業發展，飼草多樣化供給的態勢日益突出，飼草需求面臨新的挑戰[1]。隨著我國畜牧業的快速發展，飼料用糧的供需矛盾也日益突出，發展節糧型畜牧業，開辟非常規飼料資源，調整飼料生產結構，提高飼料資源利用率，已成為我國畜牧業發展的必然趨勢。因此，新型優質飼草的研究與應用對未來畜牧業的健康可持續發展具有極為重要的意義。

酒糟是一類數量較大、來源較集中和穩定的非常規飼料資源[2]。研究發現，白酒與酒糟產量比為1∶3，2019年，貴州省規模以上白酒企業白酒產量總計27.39萬t，酒糟產量已高達90萬t，據茅臺公司數據顯示，2020年茅臺系列基酒產量約為5.02萬t[3]，酒糟廢棄量可達15萬t，造成較大的資源浪費和環境污染。茅臺酒糟作為醬香型酒糟的代表，其營養成分豐富，水分、粗蛋白質(crude protein，CP)、淀粉、粗脂肪(ether extract，EE)、粗纖維、粗灰分及無氮浸出物的含量分別為58.46%、13.28%、6.77%、2.51%、7.12%、3.24%和15.38%，可作為優質飼料飼喂家畜[4]。另外，酒糟是經發酵高溫蒸煮形成的，因此粗纖維含量較低[5]，具有較好的適口性和易消化的特點，而且在一定程度上可以有效預防牛發生瘤胃鼓氣的現象。但是酒糟的產量很大，而且濕酒糟水分含量很高，保存困難[6]。因此大量研究者對酒糟飼料合理保存開展研究。王鴻澤等[7]將酒糟與甘薯蔓、稻草混合青貯，研究發現添加適量酒糟可以較好地保存青貯飼料營養品質，有效提高青貯發酵品質。原現軍等[8]研究表明，添加青稞酒糟可以提高青稞秸稈和高羊茅混合青貯飼料的發酵品質，以添加20%青稞酒糟為宜。以上研究表明，發酵是保存酒糟的最佳方法，但是目前關于適合酒糟發酵的儲存方式的研究還未見報道。

目前，關于茅臺酒糟飼料化利用的研究較少。因此，本試驗旨在研究不同儲存方式和發酵時間對茅臺酒糟常規營養成分、發酵品質和微生物多樣性的影響，篩選出茅臺酒糟適宜的儲存方式和發酵時間，旨在為茅臺酒糟飼料化利用提供理論依據。

1 材料與方法

1.1 試驗材料

茅臺酒糟取自貴州省遵義市茅臺鎮茅臺集團。鮮酒糟原料營養成分如表1所示，鮮酒糟干物質(dry matter，DM)含量較高，為48.29%；CP含量為21.917%；中性洗滌纖維(neutral detergent fiber，NDF)、酸性洗滌纖維(acid detergent fiber，ADF)含量分別為35.793%、23.580%；可溶性碳水化合物(water soluble carbohydrates，WSC)含量為3.814%。

表1 鮮酒糟原料營養成分

1.2 試驗設計

試驗于2020年8月12日在關嶺月亮灣牛場進行，將97%茅臺酒糟+2%玉米麥麩+1%發酵劑(主要成分為乳酸菌、酵母菌、芽孢桿菌、雙歧桿菌、丁酸梭菌、淀粉酶、蛋白酶、纖維酶和脂肪酶)用大型攪拌機混合均勻，按照儲存方式設置4個處理，即青貯窖(J)、自制真空發酵(Z)、噸包發酵(D)和罐裝發酵(G)，壓實密封，創造無氧環境，每個處理裝填5 t，設置3個重復，每次隨機取樣，減少環境影響和誤差。以鮮酒糟為對照(CK)處理，所有處理在25 ℃環境下發酵，分別在發酵7、14和30 d時取樣分析。

1.3 測定指標及方法

分別在發酵7、14和30 d時，取樣測定酒糟常規營養成分、發酵品質和微生物多樣性。

1.3.1 常規營養成分測定

采用烘干法[9]測定DM含量，采用蒽酮比色法[10]測定WSC含量，采用凱氏定氮法[11]測定CP含量，使用Ankom 220型纖維分析系統[12]測定ADF和NDF含量。

1.3.2 發酵品質測定

利用四分法隨機取10 g樣品，加入90 mL無菌生理鹽水，搖床以2 000 r/min振蕩搖晃24 h后，用4層紗布過濾得到浸提液，用于pH、氨態氮(ammonia nitrogen，NH3-N)和有機酸含量的測定。使用pH計測定pH，采用苯酚-次氯酸比色法[13]測定NH3-N含量，采用高效液相色譜法測定乳酸(lactic acid，LA)、乙酸(acetic acid，AA)、丙酸(propionic acid，PA)和丁酸(butyric acid，BA)含量[11]。

1.3.3 微生物多樣性測定

根據Blaxter等[14]提取DNA方法，將每個處理青貯樣品的3個重復充分混合均勻，取10 g采用HiPure Soil DNA提取試劑盒進行微生物DNA提取，利用瓊脂糖凝膠電泳檢測DNA的純度和濃度，PCR擴增細菌16S r DNA的V5和V7區，引物序列為799F：AACMGGATTAGATACCCKG；1193R：ACGTCATCCCCACCTTCC，擴增產物回收純化，采用Illumina公司的TruSeq Nano DNA LT Library Prep Kit制備測序文庫。使用MiSeq測序儀進行2×300 bp的雙端測序，并對結果進行分析。利用UCLUST比對工具，按97%的序列相似度，對操作分類單元(operational taxonomic unit，OTU)[15]進行歸并和劃分，通過與Greengenes數據庫的模板序列相對比，對OTU進行分類地位的鑒定。

1.4 數據處理與分析

對試驗數據進行雙因素分析，采用SPSS 21.0進行方差分析和多重比較，數據用平均值和均值標準誤(SEM)表示，P<0.05作為差異顯著的判斷標準。利用Omicsmart在線平臺分析微生物相對豐度，并進行OTU分析、Alpha多樣性分析、物種組成分析等。

2 結果與分析

2.1 不同儲存方式和發酵時間對酒糟常規營養成分含量的影響

如表2所示，儲存方式對所有常規營養成分含量均有顯著影響(P<0.05)；發酵時間對DM和CP含量有顯著影響(P<0.05)，對NDF、ADF和WSC含量無顯著影響(P>0.05)；儲存方式與發酵時間交互作用對DM和CP含量有顯著影響(P<0.05)，對NDF、ADF和WSC含量無顯著影響(P>0.05)。

表2 不同儲存方式和發酵時間對酒糟常規營養成分含量的影響

從儲存方式來看，發酵7 d時J處理和G處理DM含量顯著低于Z處理和D處理(P<0.05)，發酵14 d時G處理DM含量顯著低于J處理(P<0.05)，發酵30 d時Z處理DM含量顯著低于其他各處理(P<0.05)。發酵7 d時Z處理CP含量顯著高于J處理和D處理(P<0.05)，發酵14 d時Z處理和D處理CP含量顯著高于J處理和G處理(P<0.05)，發酵30 d時J處理和Z處理CP含量顯著高于G處理(P<0.05)。發酵7 d時J處理和D處理NDF含量顯著高于Z處理和G處理(P<0.05)，發酵14 d時D處理NDF含量顯著高于G處理(P<0.05)，發酵30 d時J處理和D處理NDF含量顯著高于G處理(P<0.05)。發酵7 d時J處理和D處理ADF含量顯著高于G處理(P<0.05)，發酵14 d時Z處理和D處理ADF含量顯著高于G處理(P<0.05)，發酵30 d時J處理、Z處理和D處理ADF含量顯著高于G處理(P<0.05)。發酵7 d時J處理、Z處理和D處理WSC含量顯著低于G處理(P<0.05)，發酵14和30 d時J處理、Z處理WSC含量顯著低于G處理(P<0.05)。

從發酵時間來看，J處理發酵14和30 d時DM含量顯著高于發酵7 d時(P<0.05)，Z處理發酵30 d時DM含量顯著低于發酵7和14 d時(P<0.05)，D處理發酵14和30 d時DM含量顯著低于發酵7 d時(P<0.05)，G處理發酵30 d時DM含量顯著高于發酵7和14 d時(P<0.05)。J處理、Z處理和G處理發酵30 d時CP含量顯著高于發酵7和14 d時(P<0.05)，D處理發酵14和30 d時CP含量顯著高于發酵7 d時(P<0.05)，不同發酵時間點的CP含量均大于21%。

2.2 不同儲存方式和發酵時間對酒糟發酵品質的影響

如表3所示，儲存方式和發酵時間及二者交互作用對所有發酵品質指標均有顯著影響(P<0.05)。

表3 不同儲存方式和發酵時間對酒糟發酵品質的影響

從儲存方式來看，發酵7 d時J處理、D處理和G處理pH顯著低于Z處理(P<0.05)，發酵14 d時J處理和G處理pH顯著低于D處理和Z處理(P<0.05)，發酵30 d時J處理pH顯著高于其他各處理(P<0.05)。發酵7 d時J處理LA含量顯著高于Z處理和G處理(P<0.05)，發酵14 d時J處理LA含量顯著高于其他各處理(P<0.05)，發酵30 d時D處理LA含量顯著高于其他各處理(P<0.05)。發酵7 d時G處理AA含量顯著低于其他各處理(P<0.05)，發酵14 d時G處理AA含量顯著高于Z處理(P<0.05)，發酵30 d時D處理和G處理AA含量顯著高于J處理和Z處理(P<0.05)。發酵7 d時D處理PA含量顯著高于G處理(P<0.05)，發酵14 d時D處理PA含量顯著高于J處理(P<0.05)，發酵30 d時D處理PA含量顯著高于其他各處理(P<0.05)。發酵7 d時G處理NH3-N含量顯著高于J處理(P<0.05)，發酵14 d時Z處理和G處理NH3-N含量顯著高于J處理和D處理(P<0.05)，發酵30 d時D處理NH3-N含量顯著高于其他各處理(P<0.05)。

從發酵時間來看，J處理和Z處理發酵30 d時pH顯著高于發酵7和14 d時(P<0.05)，D處理發酵14 d時pH顯著高于發酵7和30 d時(P<0.05)。J處理和Z處理發酵30 d時LA含量顯著低于發酵7和14 d時(P<0.05)，D處理發酵30 d時LA含量顯著高于發酵7和14 d時(P<0.05)。J處理、Z處理和D處理發酵7 d時AA含量顯著高于發酵14和30 d時(P<0.05)。J處理發酵7和30 d時PA含量顯著高于發酵14 d時(P<0.05)，D處理發酵30 d時PA含量顯著高于發酵7和14 d時(P<0.05)。J處理發酵30 d時NH3-N含量顯著低于發酵14 d時(P<0.05)，Z處理和G處理發酵14 d時NH3-N含量顯著高于發酵7和30 d時(P<0.05)，D處理發酵30 d時NH3-N含量顯著高于發酵7和14 d時(P<0.05)。4處理均未在發酵過程中檢測出BA含量。

2.3 不同儲存方式和發酵時間對酒糟微生物多樣性的影響

2.3.1 基于門水平的微生物群落分析

如圖1所示，J處理發酵30 d時優勢菌門為變形菌門(Proteobacteria)，其次為厚壁菌門(Firmicutes)，其余處理發酵7、14和30 d時優勢菌門均為厚壁菌門，其次為變形菌門、放線菌門(Actinobacteria)。其中D處理發酵14 d時和D處理發酵30 d時厚壁菌門相對豐度較高，分別為54.99%和54.75%。除J處理發酵30 d時外，其余處理發酵7、14和30 d時厚壁菌門相對豐度均高于CK處理。隨著發酵時間的延長，J處理厚壁菌門和放線菌門相對豐度逐漸下降，變形菌門相對豐度逐漸升高；Z處理厚壁菌門和放線菌門相對豐度先下降后略有上升，變形菌門相對豐度先上升后下降；D處理厚壁菌門相對豐度先上升后保持穩定，變形菌門相對豐度先上升后下降，放線菌門相對豐度先下降后上升；G處理厚壁菌門和放線菌門相對豐度先下降后上升，變形菌門相對豐度先上升后下降。

Unclassified：未分類；Other：其他；Gemmaatimonadetes：芽單胞菌門；Patescibacteria：候選門級輻射類群菌；Fusobacteria：梭桿菌門；Deimococcus-Thermus：異常球菌-棲熱菌門；Epsilonbacteraeota：埃普西隆桿菌門；Tenericutes：軟壁菌門；Bacteroidetes：擬桿菌門；Actinobacteria：放線菌門；Proteobacteria：變形菌門；Firmicutes：厚壁菌門。

2.3.2 基于屬水平的微生物群落分析

如圖2所示，隨著發酵時間的延長，J處理、Z處理和D處理乳桿菌屬(Lactobacillus)相對豐度逐漸下降，G處理乳酸菌豐度先下降后略有上升；J處理芽孢桿菌屬(Bacillus)相對豐度略有上升，醋菌屬(Acetobacter)相對豐度逐漸下降；Z處理芽孢桿菌屬和醋菌屬相對豐度逐漸上升，Z處理發酵7 d時乳桿菌屬相對豐度最高(20.48%)，Z處理發酵7 d時芽孢桿菌屬和醋菌屬相對豐度最低(12.04%、6.40%)；D處理芽孢桿菌屬和醋菌屬相對豐度先上升后略有下降，D處理發酵7 d時乳桿菌屬相對豐度最高(19.44%)，D處理發酵7 d時芽孢桿菌屬相對豐度最低(11.39%)，D處理發酵7 d時醋菌屬相對豐度最低(6.30%)；G處理芽孢桿菌屬相對豐度逐漸上升，醋菌屬相對豐度先上升后下降，G處理發酵7 d時乳桿菌屬相對豐度最高(24.22%)，G處理發酵7 d時芽孢桿菌屬相對豐度最低(11.47%)，G處理發酵30 d時醋菌屬相對豐度最低(13.07%)。

Unclassified：未分類；Other：其他；Flavobacterium：黃桿菌屬；Stenotrophomonas：寡養單胞菌屬；Komagataeibacter：木質醋酸菌屬；Kroppenstedtia：高溫放線菌屬；Brevibacterium：短桿菌屬；Corynebacterium_1：棒狀桿菌屬1；Pseudomonas：假單胞菌屬；Acetobacter：醋菌屬；Bacillus：芽孢桿菌屬；Lactobacillus：乳桿菌屬。

2.3.3 發酵品質指標與微生物菌群之間的相關性分析

如圖3所示，乳桿菌屬、魏斯氏菌屬(Weissella)、短桿菌屬(Brevibacterium)等有益菌群相對豐度與LA含量呈正相關，與pH呈負相關；假單胞菌屬(Pseudomonas)、寡養單胞菌屬(Stenotrophomonas)、黃金桿菌屬(Chryseobacterium)等有害菌群相對豐度與pH呈正相關，與LA含量呈負相關。

Lactobacillus：乳桿菌屬；Bacillus：芽孢桿菌屬；Acetobacter：醋菌屬；Pseudomonas：假單胞菌屬；Corynebacterium_1：棒桿菌屬-1；Brevibacterium：短桿菌屬；Kroppenstedtia：高溫放線菌屬；Komagataeibacter：木質醋酸菌屬；Stenotrophomonas：寡養單胞菌屬；Flavobacterium：黃桿菌屬；Camimonas：高溫菌屬；Myroide：麥羅伊德菌屬；Staphylococcus：葡萄球菌屬；Streptomyces：鏈霉菌屬；Weissella：魏斯氏菌屬；Sphingobacterium：鞘氨醇桿菌屬；Chryeobacterium：黃金桿菌屬；Oceanobacillus：大洋芽孢桿菌屬；Lysinibacillus：賴氨酸芽孢桿菌屬；Comamonas：叢毛單胞菌屬。NH3-N：氨態氮 ammonia nitrogen；LA：乳酸 lactic acid；AA：乙酸 acetic acid；PA：丙酸 propionic acid；BA：丁酸 butyric acid。

3 討 論

3.1 不同儲存方式和發酵時間對酒糟營養成分含量的影響

DM是發酵原料有效利用的物質基礎，研究發現較高的DM含量可以抑制丁酸菌和大腸桿菌等菌群的生長繁殖，降低有害菌對營養成分的降解[16]。本試驗中，在發酵7 d時，Z處理和D處理DM含量顯著高于J處理和G處理，這可能是由于在酒糟裝填完畢后Z處理和D處理進行抽真空處理，空氣含量較少，填裝密度較高，緊實度可以在一定的程度上減少DM的損失，與王旭哲[17]研究結果一致，其研究發現玉米發酵后高緊實度DM含量較高。CP和WSC是乳酸菌等微生物在密封發酵時利用的營養底物，研究發現在不同香型酒糟中，醬香型酒糟營養價值相對較高，干物質中CP、粗脂肪等含量高，粗纖維含量相對較低，這為乳酸菌提供了充足的發酵底物[18-19]。CP是飼料的主要營養成分之一，蛋白質的降解會影響牧草的營養價值，進而影響家畜的采食量[20-21]。4種儲存方式處理發酵后，隨著發酵時間的延長，CP含量均有所增加，在發酵30 d時有較高的CP含量，這與王鴻澤等[22]研究一致，這可能是由于酒糟經過1次高溫發酵，本身酸度低，在發酵初期可以有效地抑制蛋白酶活性和減少微生物地分解，更好地保存蛋白質[7]。其中J處理發酵7 d時CP含量最少，但仍高于21%，表明所有的儲存方式及發酵時間均對CP有較好的保存效果。在密封發酵時，WSC含量越高，發酵微生物繁殖越快，產生的乳酸越多，能快速降低環境的pH，有利于保存發酵飼料。隨著發酵時間的延長，WSC含量逐漸降低，在發酵前期WSC消耗較快，后期較為緩慢，本試驗J處理有更低的WSC含量，這可能是由于J處理快速進入無氧發酵階段，乳酸菌快速增殖消耗WSC，產生乳酸，降低pH。對發酵飼料而言，NDF和ADF含量越高，家畜消化率越低。本試驗中，隨著貯藏時間的延長，NDF和ADF含量上升。張永輝等[23]認為青貯后NDF和ADF含量增加，可能是由于青貯發酵過程中細菌進行呼吸作用導致碳水化合物分解，使纖維的含量相對有所增加，但相比于其他常規青貯飼草，發酵酒糟的NDF和ADF含量仍處于較低水平。綜合來看，不同儲存方式下不同發酵時間酒糟營養成分保存均較好，CP含量較高，NDF、ADF含量相對較低。

3.2 不同儲存方式和發酵時間對酒糟發酵品質的影響

pH、有機酸含量是初步衡量發酵品質的重要指標，品質優良的發酵pH在3.8～4.2。本試驗中，4種儲存方式處理發酵后，pH均在4.2以下[24]，符合優質飼料發酵標準，這可能與酒糟本就經過發酵自身含有較多的發酵菌有關。乳酸菌快速增殖，產生大量乳酸，pH迅速下降，使發酵酒糟達到穩定狀態，密封后期，LA含量雖然有所下降，pH略有上升，但總體pH仍在發酵飼料要求臨界值4.2以下[25]。不同處理下LA含量隨時間變化規律不盡相同，J處理和Z處理LA含量隨發酵時間的延長而下降，這可能是由于發酵早期占據主導地位的乳酸菌多為同型乳酸菌，發酵產物主要為LA，隨著發酵時間的延長，對pH有較強耐受的異型乳酸菌和芽孢桿菌等細菌開始增多，導致LA含量降低，而AA和PA含量開始有上升，在發酵7 d時LA含量最高；D處理LA含量隨發酵時間的延長先降低后升高，在發酵30 d時含量最高，這可能是由于優勢乳酸菌在發酵前期被抑制，隨發酵時間的延長逐漸適應并發揮作用產生LA；G處理LA含量隨發酵時間延長略有上升，發酵14和30 d時含量略高于發酵7 d時。發酵飼料中AA含量可以在一定程度上反映飼料的有氧穩定性和保存性能[26]，Kaiser等[27]研究發現，發酵飼料中AA含量可以準確評價發酵飼料的厭氧穩定階段，以3.0% DM的AA含量作為無氧穩定性上限，本試驗中各處理不同發酵時間AA含量均低于3.0% DM，表明發酵酒糟有氧穩定性良好。有研究表明，在發酵飼料中，PA含量越低，發酵飼料有氧穩定性越好，且一定量的PA可以抑制真菌的繁殖[28]。本試驗中，J處理發酵7、14 d時PA含量較低，Z處理發酵7 d時PA含量較低，D處理發酵14 d時PA含量較低，G處理發酵14 d時PA含量較高。BA的產生是由于腐敗菌分解蛋白質，造成干物質的損失，因此在發酵中，BA含量越低，發酵品質越好[29]。4處理中均未檢測出BA，發酵品質較好，這可能是由于茅臺酒糟初始pH較低，抑制部分有害微生物的繁殖，減少對營養物質的消耗。NH3-N主要由梭菌等有害微生物分解蛋白質產生，反映了蛋白質的降解程度[8]，隨著發酵時間的延長，NH3-N含量先上升后下降，這可能是由于發酵時間延長，有害微生物繁殖降解蛋白質的結果，J處理和Z處理發酵7和30 d 時NH3-N含量低于發酵14 d時，D處理發酵14 d時NH3-N含量最低，G處理發酵30 d時NH3-N含量低于發酵7和14 d時。綜合來看，不同發酵方式的酒糟發酵品質受時間影響較明顯，不同處理在不同的發酵時間有較好的發酵品質。

3.3 不同儲存方式和發酵時間對酒糟微生物多樣性的影響

發酵是復雜的微生物共生系統，微生物多樣性影響著發酵品質與營養成分[30]。通過16S高通量測序技術對不同儲存方式茅臺酒糟發酵微生物群落進行分析，由此可知不同的儲存方式和發酵時間對酒糟發酵微生物群落結構的影響。從門水平來看，4種儲存方式優勢菌門依次為厚壁菌門、變形菌門。厚壁菌門是一大類細菌，多為革蘭氏陽性，多數厚壁菌可產芽孢，抵抗脫水和極端環境[31]，可以降解纖維、淀粉、蛋白質等大分子化合物。變形菌門為革蘭氏陰性菌，包含大腸桿菌、沙門氏菌、幽門螺旋桿菌等多種類病原菌[32]，這些有害微生物會影響酒糟飼料的發酵品質。4種儲存方式發酵后與鮮酒糟對比來看，發酵后厚壁菌門相對豐度增加，變形菌門相對豐度下降。這與陶蓮等[33]的研究結果一致，即青貯前的玉米秸稈中變形菌門和厚壁菌門為優勢菌群，青貯后變形菌門菌群數量顯著降低，厚壁菌門菌群數量顯著增加。

從屬水平來看，優勢菌屬為乳桿菌屬和芽孢桿菌屬，隨著發酵時間的延長乳桿菌屬相對豐度下降，這可能是由于發酵時間的延長，酒糟中的復膜孢子酵母屬、曲霉屬等微生物增多[34]，影響乳桿菌屬的生長，從而降低了乳桿菌屬的相對豐度。芽孢桿菌屬為革蘭氏陽性菌，在發酵前期會與乳酸菌爭奪WSC，但芽孢桿菌屬能產生分泌木制纖維素生物質降解酶，產生糖類物質，可供乳酸菌等微生物利用[35]，后期pH下降抑制其繁殖生長，各處理芽孢桿菌屬相對豐度變化略有不同，其中J處理芽孢桿菌屬相對豐度低于其他處理，隨發酵時間延長無明顯變化；Z處理芽孢桿菌屬相對豐度隨發酵時間延長略有增加，D處理芽孢桿菌屬相對豐度隨發酵時間延長先上升后下降，G處理芽孢桿菌屬相對豐度隨發酵時間延長先下降后上升。假單胞菌為好氧細菌，在發酵過程中利用WSC和CP大量繁殖，導致LA和WSC等營養物質含量下降，抑制乳酸菌的繁殖，降低飼料的營養品質，因此在發酵過程中要抑制好氧細菌的繁殖[36]。除J處理發酵30 d外，其余處理假單胞菌相對豐度均低于CK處理，且隨著發酵時間的延長假單胞菌相對豐度逐漸下降。綜合微生物多樣性分析，J處理發酵7 d時乳桿菌屬相對豐度最高(19.62%)，芽孢桿菌屬相對豐度最低(7.67%)；Z處理發酵7 d時乳桿菌屬相對豐度最高(20.46%)，芽孢桿菌屬相對豐度最低(12.04%)；D處理發酵7 d時乳桿菌屬相對豐度略高于發酵14和30 d時；G處理發酵7和30 d時乳桿菌屬相對豐度高于發酵14 d時，發酵7和14 d時芽孢桿菌屬相對豐度較低，但醋菌屬相對豐度較多。

發酵過程中產生的代謝產物對發酵微生物菌群和發酵品質有顯著影響。通常，代謝產物與發酵過程中出現的有益微生物呈正相關，與有害微生物呈負相關。本試驗結果發現，乳桿菌屬相對豐度與LA含量呈正相關，與PA、BA含量呈負相關；LA含量與乳桿菌屬、短桿菌屬相對豐度呈正相關，而假單胞菌屬、叢毛單胞菌屬、黃金桿菌屬相對豐度與pH呈正相關，這與Guan等[37]研究結果一致。NH3-N含量與醋菌屬相對豐度呈正相關，與假單胞菌屬、黃金桿菌屬相對豐度呈負相關，這與Dong等[38]研究結果一致。

4 結 論

綜合營養成分含量、發酵品質和微生物多樣性等指標，建議茅臺酒糟青貯窖發酵時間為7～14 d，自制真空發酵時間不超過7 d，噸包發酵時間為14～30 d，罐裝發酵時間不超過30 d。