特發性肺纖維化實驗模型研究進展

李智慧余學慶楊曙光于寧霞臧丹陽

（1. 河南中醫藥大學，鄭州 450046；2. 河南中醫藥大學第一附屬醫院，鄭州 450000）

特發性肺纖維化（idiopathic pulmonary fibrosis，IPF）是一種病因不明的慢性、進行性、間質性肺疾病[1]，預后極差，5 年生存率僅為48%[2]，其中，IPF急性加重（acute exacerbation of idiopathic pulmonary fibrosis，AE-IPF）是導致IPF 患者發生死亡的主要原因[3]，一旦發生AE-IPF，患者3 個月生存率僅為41%[4]。 目前，IPF 的發病機制仍不明確[5]，治療措施十分有限。 西醫方面，已獲批的抗纖維化藥物僅有吡非尼酮和尼達尼布，但臨床療效欠佳，副作用較多[6]，仍需研發新的藥物。 中醫方面，中醫藥治療IPF 具有辨證論治的獨特優勢和豐富的臨床實踐經驗，但其治療IPF 的物質基礎及作用機制仍有待基礎研究進行探索和揭示[7]。

實驗模型是基礎研究的重要載體，是探索IPF發病機制、發現治療新靶點和識別預后因素的關鍵工具，對機制研究和新藥開發尤為重要。 近年來，隨著IPF 的實驗研究日益增多，其模型制備方法也在逐漸發展和優化，可分為西醫模型和中醫模型兩類，鑒于此，本文從西醫模型（穩定期IPF 模型、AEIPF 模型）、中醫模型兩方面對近年來IPF 實驗模型的構建方法和研究進展進行總結，以期為未來探索更為理想的IPF 動物模型提供思路和參考。

1 IPF 西醫模型

1.1 穩定期IPF 模型

1.1.1 在體動物模型

穩定期IPF 動物模型（即普通的IPF 模型）是目前IPF 實驗研究中的主要工具，近年來其制備方法發展迅速，本研究主要從動物選擇、造模方式、給藥方式和途徑、模型評價方面對其研究現狀進行概述和總結。

（1）動物選擇

IPF 傳統實驗模型以嚙齒動物模型為主，主要有大鼠、小鼠、豚鼠、兔[8-9]等，以小鼠和大鼠模型最為常見。 美國胸科學會的官方研討會報告認為，小鼠肺纖維化模型是肺纖維化臨床前測試的一線動物模型，其次為大鼠模型[10]。 目前常用的鼠類品種有C57BL／6 小鼠、ICR 小鼠、BALB／c 小鼠、KM 小鼠、SD 大鼠、Wistar 大鼠等。 多項研究顯示，不同品系的小鼠對博來霉素（bleomycin，BLM）誘導肺纖維化的易感程度不同，C57BL／6 小鼠最易感，DBA／2和Swiss 小鼠易感程度為中等，BALB／c 小鼠為最差[11-13]。 一般來說，嚙齒類動物具有低成本、易飼養等優點，但同時也存在體型小、死亡率高、不能重復采樣等缺陷。 因此，近年來研究者也在探索其他新型IPF 動物模型。

ORGAN 等[14]對綿羊進行肺段注射BLM 以誘導IPF 模型，結果顯示，相應肺段會出現明顯纖維化（可持續長達7 周），順應性降低，且其水平與病理學評分之間存在負相關[15]。 該模型的優點是采用孤立肺段誘導建模，整體呼吸功能受損較小、死亡率低，可進行重復檢查以觀察疾病動態變化，還可在單個動物模型體內通過內部對比直接評估多種IPF 治療方法的療效[16]。 且與小鼠模型相比，綿羊IPF 模型的肺部結構中存在三級淋巴結構和小氣道改變，T 細胞、B 細胞浸潤增加[17-18]，因此未來可能用于研究IPF 潛在的炎癥和小氣道重塑機制。

樹鼩是一種小型哺乳動物，與靈長類動物關系密切，其在基因、組織解剖學、代謝和免疫系統等方面比嚙齒動物更接近人類[19]。 與靈長類動物比較，樹鼩具有體型?。?＜300 g）、繁殖周期短（ ＜2 月）、飼養成本低等造模優勢，目前已被廣泛應用于病毒感染、肺癌等多種疾病研究[20]。 CHE 等[21]采用氣管內注射BLM（1.75 U／kg）的方法建立樹鼩IPF 模型，結果顯示，樹鼩模型的肺部組織中有大量膠原沉積，羥脯氨酸（hydroxyproline，HYP）含量增加，轉化生長因子-β1（transforming growth factor beta，TGFβ1）誘導肌成纖維細胞分化、并促進細胞外基質（extracellular matrix，ECM）沉積和黏附激酶（focal adhesion kinase，FAK） 的激活，巨噬細胞出現極化[22]，較為符合IPF 的病理特征。 因此，樹鼩模型有望成為一種新的IPF 實驗動物模型。

（2）造模方式

用于建立IPF 實驗動物模型的造模方式有多種，包括BLM、平陽霉素、百草枯、二氧化硅、石棉、輻射、異硫氰酸熒光素（fluorescein Isothiocyanate，FITC）等誘導造模。 其中，BLM 誘導造模是應用最廣泛的一種，BLM 誘導的肺纖維化模型被認為是最接近于IPF 病理改變的模型[10]。 平陽霉素是一種國產抗生素，又稱博萊霉素A5，與博來霉素成分接近，在國內也常被用于肺纖維化模型建立[23]。 百草枯是一種廣譜除草劑，毒性較強，進入機體后易引起多器官衰竭甚至死亡[24]，造模死亡率較高，目前多用于百草枯中毒研究[25]。 二氧化硅及石棉誘導的肺纖維化模型更接近于矽肺／石棉肺模型[26]，且近期有研究報道，單純的職業性石棉接觸史并不能增加IPF 患病風險，故石棉動物模型在IPF 實驗研究中的使用率可能進一步降低[27]。 輻射引起的肺損傷早期多表現為放射性肺炎，晚期出現纖維化，目前多應用于放療并發癥研究[28]。 FITC 是一種生化試劑和醫學診斷藥物，早期也曾被用于建立肺纖維化模型，但因其誘導的肺纖維化模型缺乏普通型間質性肺炎（usual interstitial pueumonia，UIP）特征和典型炎癥改變，且穩定性較差，造模動物易出現急性中毒和死亡[8，29]，近年來已很少應用。

除采用以上傳統方法外，基因修飾技術也逐漸被用于建立肺纖維化模型。 基因修飾動物模型一般通過在模型動物基因組中插入或刪除內源基因而構建，可分為轉基因、基因敲除、基因點突變、基因敲入模型等。 近年來轉基因的細胞因子過表達模型在IPF 實驗研究中逐漸被廣泛應用（如TGF-β1過表達模型）[8]。 隨著基因組學的發展，目前已發現IPF 與黏蛋白5B 基因、端粒相關基因、表面活性相關基因、有絲分裂紡錘體基因等多個基因位點突變有關[30-31]，基于此，研究學者已開發了一些基因編輯動物模型如表面活性蛋白A1 突變小鼠模型[32]、端粒缺陷小鼠模型[33]。 基因修飾動物模型的優點是靶點較明確，有利于對IPF 特定機制進行探索和研究，但由于人體的肺纖維化是多因子、多基因共同作用的結果，且很多基因產物并非完全高表達或不表達式，因此也具有一定局限性。

近年來，有研究者嘗試將人源化小鼠模型應用于IPF 研究。 該類模型多通過將人類基因、細胞、組織等移植于免疫缺陷小鼠而構建，當小鼠的免疫系統缺陷程度越高、移植物成分越復雜時，其模型特點越接近于人類[34]。 近年來，IPF 人源化小鼠模型多通過將人IPF 成纖維化細胞（fibroblast，Fb）轉移到免疫缺陷小鼠中而構建，重癥聯合免疫缺陷（severe combined immune deficency，SCID）小鼠因具有16 號染色體上的隱性基因突變，其T 細胞、B 細胞存在成熟缺陷，常被用于建立IPF 人源化模型。目前應用較多的SCID 小鼠模型有C.B-17／SCID 小鼠模型、非肥胖糖尿?。╪on-obese diabetic，NOD）／SCID 小鼠模型以及非肥胖糖尿?。匕Y聯合免疫缺陷／白細胞介素2 受體γ 鏈基因突變（NOD／SCID／IL-2RYcnull，NSG）小鼠模型[35]。 人源化小鼠模型能更好地模擬人體的免疫和病理特征，揭示IPF 的發病機制及治療靶點[36]，但其價格昂貴，對飼養環境要求較高，因此還未得到廣泛應用。

（3）給藥方式

目前在IPF 研究領域中應用最廣泛的是BLM誘導造模，其傳統給藥方式為單次給藥，優點是易于操作、造模時間短，缺點是建立的動物模型UIP特征不明顯，且纖維化改變存在自限性和可逆性，4 ～6 周內即可自行完全消退[37]，導致部分研究可能難以區分藥物療效和模型自限作用。 近年來，有研究者提出對BLM 的單次給藥方式進行改進，DEGRYSE 等[38]研究表明，與單次給藥相比，重復多次注射BLM（2 周1 次，共8 次）誘導的肺纖維化模型更符合UIP 病理學特征，且其纖維化改變可持續到造模后10 周。 但該造模方式成模時間長，操作復雜，難以推廣。 其后，REDENTE 等[39]在其基礎上將BLM 重復滴注的次數簡化為3 次后成功建立了IPF動物模型，其肺纖維化改變呈進展性，在造模24 周后病變可累及胸膜下區域，出現膠原蛋白過度沉積、上皮間質轉化、微型CT（microCT）成像提示明顯的牽拉性支氣管擴張和胸膜下蜂窩狀纖維化，未來有望廣泛應用于IPF 實驗研究領域。

（4）給藥途徑

BLM 的給藥途徑包括經氣管給藥（氣管內注射、氣管內霧化吸入）、腹腔注射、尾靜脈注射、滴鼻吸入、口咽吸入等，每種方式均有其優缺點[40]。

氣管內注射造模法（單次注射）是BLM 經典造模方法，早期多通過氣管切開造模，創傷較大、死亡率高，其后逐漸出現一系列改良版的造模方法，如腰穿針、留置針氣管插管造模法等[41]。 有研究通過綜合評估小鼠的一般情況（體重變化、存活率）、組織病理學改變和HYP 水平發現，當采用C57BL／6J小鼠建立肺纖維化模型時，腰穿針、留置針氣管插管法及手術顯微鏡下氣管切開法3 種方法中腰穿針氣管插管造模法相對更好[42]。 采用一次性氣管滴注BLM 氣管滴注進行IPF 造模的劑量一般相對較小，C57BL／6J 小鼠的適宜造模劑量為5 mg／kg，SD大鼠為3 mg／kg[43]，且該方法其成模周期短、易于操作、可重復性強，相對經濟、方便，因此目前應用最廣泛。 但這類模型也存在一定缺陷，因BLM 注射后多分布于支氣管和細支氣管周圍，導致纖維化病變分布不均、程度不一[40]。

相比之下，氣管內霧化吸入造?？墒笲LM 分布更均勻，動物死亡率更低[44]。 有研究通過綜合評估模型小鼠的一般情況（體重變化、存活率、肺指數）、肺組織病理學改變、HYP 和TGF-β1 表達水平，比較氣管內滴注和霧化噴入BLM 對肺纖維化SD 大鼠模型的影響，結果發現，氣管內霧化噴入（異氟烷呼吸麻醉下）的造模方式更適用于肺纖維化模型的建立[45]。 采用氣管內霧化吸入BLM 誘導IPF 模型的劑量相對不高，有研究顯示，KM 小鼠的最佳造模劑量為8 mg／kg[46]。 但氣管內霧化吸入建立IPF 模型常需多次重復刺激，如張響等[47]采用通過對SD 大鼠連續28 d 霧化吸入BLM（5 mg／kg，20 min／d）的方法建立IPF 模型，其給藥次數多，操作較復雜，且需特殊霧化裝置、造價較高，因此，更適用于小樣本研究。

BLM 腹腔注射與尾靜脈注射給藥操作步驟均相對簡單、動物死亡率低，且誘導的病灶分布較均勻、纖維化改變主要分布于胸膜下，更接近于IPF 患者的UIP 特征[48]。 但BLM 腹腔注射具有給藥次數多且劑量大（35 mg／kg，每周2 次，共8 次[49]）的特點，其易損傷腹腔器官、出現胃腸道反應，影響療效評價，故目前應用已相對較少。 BLM 尾靜脈注射可通過單次或多次給藥誘導IPF 模型，單次給藥造模時BLM 使用劑量較大，可高達200 mg／kg[50]，且肺纖維化改變具有自限性。 多次注射可使肺纖維化改變更加穩定，但多次注射（50 mg／kg，每周1 次，共6 次[50]；10 mg／kg，每天1 次，共14 次[51]）后易造成小鼠尾部潰爛甚至腫脹壞死，后期操作難度大，因此較少被應用。

BLM 滴鼻吸入和口咽吸入建立肺纖維化模型是近年來新興的兩種方法，其對動物的創傷及給藥劑量均相對較小，有研究發現BLM 滴鼻誘導C57BL／6 小鼠肺纖維化模型的最佳給藥劑量為每只0.10 U[52]，BLM 口咽吸入劑量為2 IU／kg 即可誘導Swiss 小鼠建立肺纖維化模型[53]，但兩種方法對操作者的技術熟練度要求均相對較高，目前應用仍較少。

（5）模型評價

動物疾病模型評價是動物模型建立的重要環節，IPF 肺組織的病變過程早期一般表現為肺泡炎，大量炎性細胞浸潤，后期逐漸表現為肺纖維化，出現大量間質細胞增生及膠原蛋白的沉積等，同時伴隨肺重量增加、肺功能下降等[54]。 因此，目前對IPF 動物模型是否建立成功的評價指標主要包括一般情況、組織病理學、膠原蛋白（collagen，COL）含量、肺系數（動物肺重／動物體重× 1000）、肺干濕重比（肺干重／肺濕重）、纖維化相關因子、炎癥因子、肺功能檢測等。 其中組織病理學方面，多采用Szapiel、Ashcroft 等評分評價肺泡炎和纖維化的嚴重程度[41]，纖維化相關因子主要有HYP、TGF-β1、α-平滑肌肌動蛋白（α-smooth muscle actin，α-SMA）、纖連蛋白（fibronectin，FN）等，炎癥因子包括白介素（interleukin，IL）-6、腫瘤壞死因子（tumor necrosis factor，TNF）-α、IL-1β 等。 此外，近年來，有研究顯示無創影像學如micro CT、磁共振成像、正電子發射型計算機斷層顯像（positron emission tomography，PET）、PET／CT、單光子發射計算機斷層成像術（ single-photon emission computed tomography，SPECT）／CT 等檢查可被應用于檢測IPF 動物模型的炎癥和纖維化水平[55]，但因該類設備造價相對較高，目前應用仍相對較少。

1.1.2 體外模型

近年來逐漸出現了很多肺纖維化的體外模型，包括2D 模型、3D 模型。 其中2D 模型主要指細胞模型，3D 模型包括水凝膠模型、精確切割肺切片（precision-cut lung slices，PCLS） 模型、類器官模型等。

（1）2D 模型

目前應用相對較多的IPF 體外模型仍是2D 細胞模型。 細胞模型一般通過對胚胎肺成纖維細胞、肺泡Ⅱ型上皮細胞、Fb 等細胞系進行干預刺激（TGF-β、BLM）而成，研究者多通過觀察細胞形態、檢測TGF-β1、COLⅠ、COLⅢ、α-SMA、FN、N-鈣黏蛋白、E-鈣黏蛋白、波形蛋白等指標對該類模型的纖維化程度進行評估[7]。 該類模型制作方法較簡單、易操作，但在展示細胞因子的信號傳導、模擬體內細胞-細胞／基質之間的相互作用方面存在缺陷。

（2）3D 模型

水凝膠是一種具有高含水量和高溶脹性的三維網絡結構聚合物，具有良好的生物相容性，常用于模擬人體內肺組織微環境[56]。 IPF 的發生常伴隨ECM 的異常沉積和重塑，GIMêNEZ 等[57]將Fbs培養在不同硬度的水凝膠基底上，然后采用TGF-β1進行誘導，結果發現TGF-β 與基質硬化具有協同上調COL 表達、促進膠原沉積的作用。 脫細胞化ECM（decellularized extracellular matrix，dECM）一般通過去除引起免疫排斥反應的細胞而制備，可保留原組織的結構和成分。 BOOTH 等[58]通過脫細胞技術獲得了IPF 肺組織的dECM，且通過蛋白組學分析發現，異常的ECM 蛋白表達可能促進組織硬化。HEWAWASAM 等[59]將經化學修飾的人dECM 整合到含有聚乙二醇-α-甲基丙烯酸酯骨架的雜化水凝膠系統中，發現兩者可發生巰烯麥克爾（Michael）加成反應進而改變水凝膠的硬度，從而可更好的模擬IPF 疾病體內微環境[60]。 在IPF 進程中常伴隨著肺生物力學微環境的異常改變如ECM 硬化等，水凝膠模型有助于研究IPF 生物力學特性，未來有望進一步應用于IPF 細胞機械轉導和靶向力學信號的藥物研究[61]。

PCLS 是指未經脫細胞的正?；虿∽兘M織切片，可保留原始肺內的多種活性細胞（平滑肌、上皮和成纖維細胞）、ECM 結構等，已被多項研究用于IPF 機制研究和藥物研發[62]，如AHANGARI 等[63]發現塞卡替尼可改善人PCLS 中的纖維化和炎癥級聯反應，提示其對IPF 可能具有一定治療效果。PCLS 有助于觀察各類細胞、細胞與ECM 之前的相互作用，其與傳統的2D 培養物相比，在識別肺纖維化未知分子機制、篩選和發現抗纖維化／再生藥物方面具有顯著優勢[64]，但因其多來源于人體／動物新鮮肺組織樣本，活性維持時間相對較短，應用有所受限。

類器官是由干細胞（成體、胚胎、誘導性多能干細胞）體外增殖分化而成的一種三維結構，可用于模擬體內器官體，如MILLER 等[65]將誘導性多能干細胞分化為肺泡類器官，發現其可產生Ⅰ／Ⅱ型肺泡上皮細胞、間充質細胞、氣道纖毛細胞，基底樣細胞等，用于研究肺纖維化疾病。 WILKINSON 等[66]通過將TGF-β1 添加到誘導多能干細胞衍生的間充質細胞類器官培養物中成功構建了IPF 的類器官，發現其COLI、α-SMA 等纖維化因子表達水平明顯升高。 類器官有助于開發更準確的IPF 疾病模型，對IPF 發病機制進行更深入的探索，可用于高通量藥物篩選[64]，未來有望應用于個性化預測藥物反應研究，推動IPF 個性化醫療的發展。

1.2 AE-IPF 模型

AE-IPF 是指IPF 患者在短期內出現顯著的急性呼吸功能惡化，其主要特征是胸部高分辨率CT在原來UIP 或網格陰影的基礎上出現新的磨玻璃和／或實變影[67]。 本文檢索發現，目前AE-IPF 的實驗模型大多是在IPF 動物模型的基礎上，再給予皰疹病毒感染、 BLM 重復灌注、 脂多糖（lipopolysaccharide，LPS）或corisin 肽誘導建立。

1.2.1 皰疹病毒感染誘導模型

皰疹病毒分α、β、γ 三個亞科，目前用于誘導AE-IPF 的皰疹病毒有單純皰疹病毒（herpes simplex virus，HSV）1 型、γ 皰疹病毒，其中HSV1 是一種α皰疹病毒。 有研究顯示[68-69]，在采用氣管內灌注BLM 的方法誘導C57BL／6 小鼠建立IPF 模型的第21 天，對模型小鼠鼻內接種HSV1 可使其表現出典型的AE-IPF 組織病理學特征，且與BLM 組的小鼠相比，HSV1 ＋BLM 組小鼠的肺功能及存活率明顯降低，支氣管肺泡灌洗液（bronchoalveolar lavage fluid，BALF） 中總炎癥細胞及炎癥因子IL-17A、IL-6、 IL-23、粒細胞集落刺激因子等顯著增加，外周血輔助性T 細胞17（T helper 17，Th17）細胞比例明顯升高，提示HSV1 病毒感染可用于誘導AE-IPF 小鼠模型。 另有研究發現，感染γ 皰疹病毒后，BLM誘導的C57BL／6 小鼠肺纖維化模型可出現炎癥反應加劇，炎癥細胞廣泛浸潤，TNF-α、IL-1β、IL-10、趨化因子配體2 等多種細胞因子水平顯著升高，microCT 提示其在原有肺纖維化的基礎上出現了彌漫性磨玻璃影， 與人體 AE-IPF 的特點十分相近[70-71]。

1.2.2 BLM 重復灌注誘導模型

WEI 等[72]通過對C57BL／6 小鼠進行氣管內重復灌注相同劑量的BLM（第1、21 天，均4 mg／kg）以誘導AE-IPF 小鼠模型。 結果顯示，與穩定IPF 組小鼠相比，AE-IPF 組小鼠死亡率顯著上升，BALF 中的炎細胞（中性粒和Th17 細胞）以及趨化因子配體9、IL-17A、IL-6、TGF-β1 等細胞因子的表達水平顯著升高，組織病理學顯示其炎癥和纖維化明顯加重，提示兩次BLM 注射可用于建立非感染性的AE-IPF小鼠模型，其后CHEN 等[73]也采用該方法成功建立了AE-IPF 的SD 大鼠模型。 此外，臧凝子等[74]嘗試采用氣管內先后注射不同劑量的BLM（第1 天，5 mg／kg； 第28 天，7 mg／kg）進行AE-IPF 建模，結果顯示，AE-IPF 組大鼠出現明顯喘息氣促、呼吸困難等癥狀，死亡率明顯升高，HYP 含量增加，α-SMA表達水平上升，病理改變與人類AE-IPF 表現非常接近。 近期，YEGEN 等[75]基于DEGRYSE 等[38]和REDENTE 等[39]重復氣管內滴注BLM 建立IPF 模型的方法，先對C57BL／6 小鼠進行4 次氣管內滴注低劑量BLM（0.8 UI／g，2 周1 次）以建立IPF 模型，再進行2 次雙倍劑量的BLM 注射（0.16 UI／g）以誘導急性加重，也成功構建了AE-IPF 小鼠模型。

1.2.3 脂多糖誘導模型

KIMURA 等[76]對C57BL／6 小鼠進行氣管內灌注BLM（第1 天，1 mg／kg） 聯合LPS（第7 天，0.5 mg／kg）進行刺激，結果發現，誘導出的模型特點與間質性肺病的急性加重特征十分接近。 其后，MIYAMOTO 等[77]用該方法對Wistar 大鼠進行實驗，結果顯示， 少量的LPS （第7 天， 0.05 或0.15 mg／kg）可導致BLM（第1 天，3 mg／kg）誘導的肺纖維化大鼠的炎癥反應增加、纖維化顯著進展、CT 顯示其肺部出現更多的浸潤性陰影、TNF-α、二氧化氮等因子水平明顯升高，提示其可用于模擬人類AE-IPF 患者的病理生理學變化。 近期，國內于睿智等[78]研究發現，采用BLM（第1 天，5 mg／mL）＋LPS（第28 天，5 mg／mL）的方法也可建立AE-IPF大鼠模型，用于模擬由于肺部感染而導致的AEIPF。 此外，JIA 等[79]在前人方法的基礎上，增加LPS 的次數以誘導AE-IPF，結果發現，與單純BLM組相比，BLM（第1 天，2.5 mg／kg） ＋LPS（第5、7、9天，均1 mg／kg）組的模型小鼠的膠原沉積及炎癥細胞浸潤顯著增加、IL-6、TNF-α、IL-1b、FN 等的表達水平顯著上調，血清天冬氨酸轉氨酶和丙氨酸轉氨酶水平明顯升高，成功地體現了AE-IPF 的肺內炎癥、纖維化改變及肺外特點，未來有望應用于AEIPF 合并繼發性肝損傷的實驗研究。

1.2.4 corisin 肽誘導模型

corisin 肽是轉糖苷酶的一種組分，存在于多種葡萄球菌[80]。 D’ALESSANDRO-GABAZZA 等[81]在TGF-β1 過表達的轉基因小鼠中發現，葡萄球菌分泌的corisin 肽可誘導肺上皮細胞凋亡和膠原沉積，進而導致AE-IPF。 而且，與健康對照組相比，疾病穩定或急性加重的IPF 患者BALF 中的corisin 肽水平顯著增加，與病情穩定的IPF 患者相比，AE-IPF 患者的corisin 肽水平顯著升高，進一步證實了corisin肽在AE-IPF 的作用。

2 IPF 中醫模型

中醫藥治療IPF 的實驗研究日益增多，但經檢索發現，IPF 的中醫模型仍較少。 2011 年，楊珺超等[82]的研究顯示，通過氣管內注射BLM（5 mg／kg）所建立的SD 大鼠肺纖維化模型可出現呼吸急促、精神疲憊、活動量減少、行動遲緩、拱背蜷臥、撮毛等一系列癥狀，與氣虛的證候特點符合，但該結論并未得到進一步研究證實，仍有待驗證。 張偉等[83]通過病證結合造模的方式建立痰熱蘊肺型IPF 大鼠模型，其通過在第1 天給予SD 大鼠氣管內滴注BLM（5 mg／kg）的方法建立肺纖維化模型，然后在第3 天給予LPS（1 g／L，0.2 mL／200 g）以建立痰熱蘊肺證模型，結果顯示，痰熱蘊肺型IPF 模型大鼠可出現不同程度的毛發發黃、凌亂脫落、缺少光澤，舌質暗紅，呼吸喘促，食量減少，體重增幅減輕等癥狀，組織病理學顯示肺泡結構紊亂，大量炎性細胞浸潤，纖維細胞和膠原纖維顯著增生。

在模型構建方面，經檢索發現，大部分中醫藥治療IPF 實驗研究中采用的動物模型為單純西醫模型，對IPF 動物模型多缺乏辨證環節而直接施治中藥，在一定程度上與中醫的臨床思維不符。 因此，亟需探索科學、規范的IPF 中醫動物模型。 病證結合造模是指在采用現代醫學理論建立西醫疾病模型的基礎上，再根據中醫理論（藏象學說和病因病機理論等）疊加證候模型，最終使動物模型同時具備疾病和證候的特征[84]，在中醫動物模型研究中已獲得廣泛認可及應用，未來可進行進一步探索嘗試，如目前肺陰虛證的造模方法有灌服甲狀腺素，或在此基礎上聯合煙熏、利血平等[85]，可在構建IPF 動物模型的基礎上聯合以上證候常見造模方法嘗試建立IPF 肺陰虛模型。 在評價體系方面，目前IPF 相關證候評價多局限于模型癥狀特點，未來可嘗試采用以宏觀癥狀為基礎，以病因元素為依據、以方藥療效為反證、以客觀指標為佐證的多元證候診斷方法[86]，并可嘗試引入系統生物學（如采用先進的生物學檢測技術、篩選特異性的生物標志物以彌補傳統四診的局限），從而逐漸建立客觀、合理的評價體系。

3 小結與展望

近年來，IPF 西醫動物模型從動物選擇、造模方式、給藥方式和途徑方面均有了新的探索和研究。在動物選擇方面，嚙齒動物一般成本低、易飼養，便于進行基因編輯，目前應用較普遍，尤其適用于大樣本、基因編輯動物相關研究。 與其相比，綿羊、豬、犬模型等大型動物模型可重復組織取樣、且因體型較大、HRCT 等影像學形態與人類更接近，更易觀察肺內結構，較適用于IPF 放射影像學的研究。樹鼩模型在基因、組織解剖學等多方面比嚙齒動物更接近人類，有望在獲得進一步研究后得到廣泛應用，為IPF 的實驗研究提供更多選擇。

在造模方式方面，FITC 誘導IPF 模型因缺陷過多已逐漸被淘汰，近年來隨著對肺間質纖維化模型的進一步劃分和深入研究發現，二氧化硅、石棉、輻射等誘導的肺纖維化模型更接近于矽肺、石棉肺、放射性肺炎引起的肺纖維化，在IPF 模型研究中應用逐漸減少，傳統的BLM 誘導造模是仍是目前應用最多的IPF 造模方式。 基因修飾動物模型和人源化小鼠模型是近年來新興的動物模型，在一定程度上可彌補IPF 傳統誘導模型的缺陷，為IPF 的機制研究和精準治療提供更好的工具，未來可在IPF 基因組學或蛋白組學的基礎上嘗試開發更多相關動物模型。

在給藥方式和途徑方面，由單次注射逐漸轉變為重復多次注射已成為BLM 誘導IPF 造模方法發展、優化的趨勢和方向，但BLM 重復注射的最佳次數及劑量仍需未來研究進一步探索。 通過不同給藥途徑給予BLM 建立IPF 模型均有其優缺點，研究者可根據模型需求、實驗周期、經費水平、人員配置等多方面綜合考慮后進行選擇。 在模型評價方面，目前IPF 模型的建立仍缺少系統規范的評價方式、限制了IPF 模型的標準化發展，未來仍需對IPF 模型的規范化評價進行深入研究以便構建統一完善的IPF 動物模型。

在IPF 體外模型方面，2D 的細胞模型目前應用相對較多，但3D 的水凝膠、肺切片、類器官等模型更有助于研究組織特異性生理功能及細胞-細胞和細胞-基質相互作用、探索個性化治療方案，是IPF實驗模型發展的一個重要方向，未來可進一步探索。 本文通過對AE-IPF 的動物模型研究進行總結發現，雖然目前已開發了皰疹病毒感染、BLM 重復灌注等AE-IPF 模型，但相關模型在很多方面仍存在諸多問題，如BLM 重復滴注時前后劑量比例和間隔給藥時間、采用LPS 造模時的給藥劑量等，未來可開展研究進一步對比探討其最適宜的給藥方式或劑量。 中醫模型方面，建立合適的IPF 病證結合模型是進行中醫藥防治IPF 基礎研究的當務之急，未來研究者可嘗試探索更多的IPF 病證結合動物模型以進一步推動中醫藥現代化在IPF 研究領域的發展。