魚類脂肪與脂肪酸的轉運及調控研究進展

艾慶輝 嚴 晶 麥康森

（中國海洋大學海水養殖教育部重點實驗室， 農業部水產動物營養與飼料重點實驗室， 青島 266003）

魚類脂肪與脂肪酸的轉運及調控研究進展

艾慶輝 嚴 晶 麥康森

（中國海洋大學海水養殖教育部重點實驗室， 農業部水產動物營養與飼料重點實驗室， 青島 266003）

由于魚油資源短缺， 植物油在水產飼料中廣泛使用。然而， 隨之而來的魚體脂肪異常沉積等問題也日益突出， 嚴重危害養殖魚類健康。脂肪的沉積是一個復雜的過程， 主要包括脂肪的合成、轉運和分解。到目前為止， 在魚類中已經進行了大量關于植物油替代魚油影響脂肪沉積的研究。但是， 這些研究主要集中于脂肪的合成和分解， 有關脂肪轉運的研究十分缺乏。脂肪轉運不僅是影響組織脂肪沉積的重要因素， 而且在機體脂穩態和能量平衡中起著重要作用。因此綜述了魚類脂蛋白的種類和組成， 魚類對脂肪和脂肪酸的轉運， 營養因素對脂肪和脂肪酸轉運的影響， 指出了脂類轉運研究的重要性和緊迫性， 并且提出了未來需要努力的方向。

脂肪轉運； 脂肪酸吸收； 脂蛋白； 脂肪酸轉運體； 脂肪酸結合蛋白

飼料中適宜的脂肪水平和均衡的脂肪酸組成對維持魚類正常生長、發育和繁殖起著重要作用。近年來， 隨著水產養殖業的快速發展， 高脂或高植物油飼料廣泛使用以及重金屬、有機物污染等環境因素的影響， 導致養殖魚類肝臟或腹腔脂肪過度沉積， 引起魚體代謝紊亂、免疫力降低， 嚴重危害養殖魚類的生長和健康， 給養殖業造成巨大損失［1］。脂肪是魚體最重要的營養物之一， 既可以作為能量來源， 也可以為機體提供多不飽和脂肪酸［2， 3］。多不飽和脂肪酸及其代謝產物作為信號傳導因子，直接調控轉錄因子活性， 影響一系列基因表達［4］。脂肪的沉積是一個復雜過程， 除了在魚類中已經進行了大量研究的脂肪合成和分解過程外［5］， 脂肪轉運也是影響脂肪沉積的一個重要因素［6］。與哺乳動物類似， 魚類的脂肪轉運也是通過脂蛋白（Lipoprotein）來完成的。然而， 關于魚類脂肪轉運的研究比較零散［7—10］， 到目前為止還未見系統報道。因此， 本文綜述了魚類脂肪和脂肪酸轉運及調控的相關研究成果， 以期為未來魚類脂肪異常沉積的研究提供參考和新的思路。

1 脂蛋白的種類和組成

1.1 脂蛋白的種類

脂蛋白一般根據密度大小分為5種： 乳糜微粒（Chylomicron， CM）、極低密度脂蛋白（Very-low density lipoprotein， VLDL）、中間密度脂蛋白（Intermediate-density lipoprotein IDL）、低密度脂蛋白（Low-density lipoprotein， LDL）和高密度脂蛋白（High-density lipoprotein， HDL）。魚類血漿中存在CM、VLDL、IDL、LDL和HDL［6］， 目前已通過密度梯度離心或快速蛋白液相色譜的方法分離得到了虹鱒（Oncorhynchus mykiss）［11］、歐洲鱸（Dicentrarchus labrax）［12］、條紋鱸（Morone saxatilis）［13］、真鯛（Sparus aurata）［14］、大西洋鮭（Salmo salar）［15］和團頭魴（Megalobrama amblycephala）［7］等魚類的脂蛋白。

雖然脂蛋白的種類相同， 但在脂蛋白的組成上魚類與哺乳動物存在差異。哺乳動物中血漿脂蛋白以VLDL和LDL為主， 條紋鱸［13］、真鯛［14］、大西洋鮭［15］和團頭魴［7］等魚類中血漿HDL所占的比例最大、濃度最高， VLDL濃度明顯低于HDL。VLDL的主要作用是將肝臟中過多的脂肪轉運到外周組織， 其濃度與魚類攝食的狀態和攝食后的時間密切相關。條紋鱸攝食后血漿VLDL濃度是饑餓4周后的2倍多［13］， 歐洲鱸攝食后12—24h內血漿VLDL的濃度明顯升高［12］。血漿中低濃度的VLDL表明肝臟向外分泌VLDL的速率比較慢或者VLDL在循環系統中的周轉速率非?？?。HDL主要負責膽固醇的逆向轉運［16］， 血漿中高濃度的HDL表明外周組織向肝臟轉運膽固醇的速率較快。Santulli等［12］研究發現在歐洲鱸攝食后的72h內血漿HDL的濃度明顯高于VLDL和LDL。目前為止， 魚類中VLDL水平低而HDL水平高的原因仍不清楚， 血漿VLDL濃度低而HDL濃度高的現象可能是魚類所特有的現象， 這種現象是否可以表明魚類脂蛋白代謝與哺乳動物存在明顯差異還有待深入研究。

1.2 脂蛋白的組成

雖然各脂蛋白的比例上存在差異， 但在血漿脂蛋白的組成上， 魚類與哺乳動物相似。脂蛋白的核心由疏水性的脂類［甘油三酯（Triacylglycerol， TAG）和膽固醇酯］組成， 這些脂類被親水性的磷脂（Phospholipids， PL）和膽固醇包被， 在脂蛋白的表面還有載脂蛋白（Apolipoprotein， apo）與脂類相互作用， 其基本功能是運輸脂類及穩定脂蛋白。TAG在CM、VLDL中的比例較高， 而PL、膽固醇則在LDL和HDL中的比例較高， 并且每種脂蛋白中均含有多種apo［11—13］。在鱒中， CM、VLDL、LDL和HDL中TAG的比例分別為84%、52%、22%和11%，PL的比例分別為8%、18%、27%和32%。至于apo，CM含apoAI、apoB等， VLDL和IDL含有apoAII、apoB和apoC等， LDL含apoAI、apoB等， HDL中apo的組成與其他脂蛋白的組成差異較大， 不含有apoB， 主要由apoAI和apoAII組成［11］。

apo不僅是脂蛋白的重要組成成分， 而且在脂蛋白的轉運和代謝過程中起著重要作用。哺乳動物中apo的功能研究較清楚， HDL中的apoAI是卵磷脂膽固醇?；D移酶（Lecithin-cholesterol acyltransferase， LCAT）的激活劑， 可以加速游離膽固醇向肝臟轉移， 促進膽固醇的清除［17］； apoCII是脂蛋白脂酶（Lipoprotein lipase， LPL）的輔因子， 可以激活LPL［17］； apoCIII可以刺激VLDL的組裝、分泌并且抑制VLDL被LPL水解等［17］。在魚類中， 已在虹鱒等重要經濟魚類中克隆到了編碼apoAI、CI和CII的基因， 并確定了它們的部分特性和功能（表 1）［11， 18—26］。例如在虹鱒中， 雖然apoCII在結構上與哺乳動物存在很大的差異， 但也具有激活LPL的作用， 并且在低溫（10℃）條件下比人血漿的活性更強， 這表明虹鱒apoCII已經適應在低溫條件下發揮作用［22］。此外， 還在鰻（Anguilla japonica）［27］、紅鰭東方鲀（Takifugu rubripes）［28］和點帶石斑魚（Epinephelus coioides）［29］中發現了魚類特有的、分子量為14 kD 的apo（apo 14）， 其主要在肝臟和腦中表達， 可能在肝臟和腦的形態發生與生長中發揮重要作用。雖然已經研究了魚類apo的部分特性和功能， 然而各種apo在脂蛋白組裝、轉運過程中的作用及營養調控機制在魚類中的研究仍十分缺乏。

2 脂肪轉運及其調控

2.1 脂肪轉運

在機制上， 魚類脂肪的轉運與哺乳動物相比沒有根本性的區別［30］。在鮭鱒中， 腸上皮細胞將吸收的脂類重新酯化并合成為CM， 通過淋巴系統進入血液循環； CM中的TAG在血管內壁LPL的作用下分解為脂肪酸， 被肌肉、脂肪組織等外周組織利用，形成的CM殘體被肝臟攝取， 這一過程稱為脂肪轉運的外源性途徑（Exogenous pathway）。肝臟也可以將合成的脂肪通過VLDL轉運至機體其他組織貯存或利用， 這一過程稱為脂肪轉運的內源性途徑（Endogenous pathway）。Kj?r等［30］在大西洋鱈（Gadus morhua）腸道中觀察到類似于CM的囊泡， 顆粒大小130—200 nm， 其大小在鱒CM大小范圍內（80—800 nm）。這些CM位于微絨毛附近， 同樣也靠近基底膜外側， 形成了類似“轉運的通路”， 表明大西洋鱈中CM是腸道脂類的主要轉運載體。在大西洋鱈肝臟中也觀察到類似于VLDL的顆粒， 其大小為60—90 nm。到目前為止， 在魚類中已發現脂蛋白代謝過程中所需要的載脂蛋白（apoA、apoB、apoC等）、酶［微粒體甘油三酯轉移蛋白（Microsmal triglyceride transfer protein， MTP）、LPL、LCAT、膽固醇酯轉移蛋白（cholesterol ester transfer protein，CETP）等］、脂蛋白受體［低密度脂蛋白受體（LDL receptor， LDLR）、低密度脂蛋白受體相關的蛋白（LDLR related protein-1， LRP-1）、B族Ⅰ型清道夫受體（scavenger receptor B type I， SRBI等］［5， 6， 28， 31—33］。因此， 推測魚類中也存在著與哺乳動物相似的脂肪轉運方式。然而， 魚類脂肪轉運的細節仍不清楚。

2.2 腸道脂肪轉運的調控

脂蛋白中含有豐富的脂類， 這些脂類的組成易受飼料的影響（尤其是CM和VLDL［6］）， 因此飼料中脂類的含量和組成會影響腸道脂肪轉運。研究發現飼料中中性脂含量過高、PL不足或者用植物油替代魚油均會導致大量的脂滴在鯽（Carassius auratus）、金頭鯛、北極紅點鮭（Salvelinus alpinus）、虹鱒腸上皮細胞中富積［34， 35］。其原因可能是腸上皮細胞脂蛋白合成不足， 不能及時將腸道吸收的脂類轉運至機體其他組織， 從而導致脂滴富積。PL是CM的重要組成成分， 研究發現魚類PL合成能力不足是導致腸道脂滴富積的原因之一。飼料中添加PL可以緩解或者解決腸道脂滴富積， 加速腸道脂類的轉運。PL的這種效果在仔稚魚中尤其明顯， 如在飼料中添加大豆磷脂可以顯著增加金頭鯛仔魚腸道中脂蛋白的數量及其大小， 促進腸道脂肪的轉運［36］； 添加雞蛋磷脂可以顯著增加虹鱒仔魚血液中CM的水平［37］； 在微顆粒飼料中添加大豆磷脂可以降低黃顙魚（Pseudobagrus fulvidraco）仔魚腸道中脂滴的富積， 隨著魚年齡的增長， 魚體合成PL的能力增強， 腸道富積的脂滴也明顯減少［38］。

在促進腸道脂肪轉運方面， 不同種類的PL效果也不完全相同。在鯽仔魚中的研究表明磷脂酰膽堿（Phosphatidylcholine， PC）的效果要好于磷脂酰肌醇（Phosphatidylinositol， PI）［39］。出現這種現象的原因可能有兩種： 首先， PC是魚類脂蛋白中PL的主要成分， 如在大西洋鮭血漿VLDL中其含量高達95%，遠遠超過脂蛋白中其他的幾種PL， 如PI、磷脂酰乙醇胺（Phosphatidylethanolamine， PE）和磷脂酰絲氨酸（Phosphatidylserine， PS）［39］； 其次， PC對于apoB的合成有特殊的效果， 這種現象是在CaCo-2細胞中觀察到的， 而PE和PS在合成apoB時沒有這種特殊的效果［40］。

除了脂類外， 飼料中的蛋白源也會影響腸道脂肪的轉運。Gu等［41］發現植物蛋白源替代60%魚粉會使大西洋鮭幽門盲囊脂肪大量沉積， apoB、apoAI和MTP基因表達量顯著升高， 這些基因表達量的上調可能是為了加速腸道中脂肪的轉運。然而， 大多數研究表明植物蛋白源并不會導致腸道脂肪富積， 而是誘導腸炎， 尤其是豆粕的效果非常明顯［42］。腸道脂肪酸結合蛋白（FABP2）的功能是負責腸細胞內脂肪酸的轉運， 在大豆誘導腸炎的過程中，FABP2的基因與蛋白表達水平均顯著降低， 然而還未見到研究FABP2表達降低的原因及降低后對腸道脂肪轉運影響的報道。此外， 雖然CM在脂類的外源性轉運甚至脂類代謝過程中發揮著重要的作用， 然而有關CM組裝及其分泌營養調控的研究在魚類中尚未開展。

2.3 肝臟脂肪轉運的調控

apoB100是VLDL的重要組成成分， 且每個VLDL只含有1個apoB100分子， 因此apoB100的分泌會對VLDL的組裝產生重要影響［43］。在哺乳動物中， apoB100的營養調控研究較為透徹。脂肪酸會影響apoB100分泌， 并且不同種類的脂肪酸效果也不盡相同。在碳鏈長度方面， 與胎牛血清蛋白相比，棕櫚酸（16︰0）會顯著刺激原代肝細胞apoB100的分泌； 與棕櫚酸相比， 己酸（6︰0）、辛酸（8︰0）、癸酸（10︰0）和十二碳酸（12︰0）均會抑制apoB100分泌， 并且癸酸的效果最好［44］。在不飽和度方面， 硬脂酸（18︰1n-9）對apoB100分泌沒有明顯影響， 棕櫚酸和亞油酸（18︰2n-6）會顯著促進其分泌［45］； 而花生四烯酸（20︰4n-6， ARA）和二十碳六烯酸（22︰6n-3， DHA）則會抑制其分泌［46］。

對于apoB100分泌的影響， 不同脂肪酸的調控機制也不盡相同。在McA-RH7777細胞（大鼠肝癌細胞）模型中研究發現， 棕櫚酸和油酸均會抑制apoB100的表達， 但油酸的作用更強， 因為其會增加神經酰胺、活性氧（Reactive oxygen species， ROS）的生成， 從而誘導內質網應激（Endoplasmic reticu lum stress， ERS）； DHA則不會誘導ERS， 但可以通過自噬作用， 抑制apoB100的分泌［47］。另外， 脂肪酸的處理時間和濃度也會影響apoB100的分泌。油酸在短時間內可以刺激apoB100的分泌， 這主要是通過降低apoB100的降解來完成， 但長期、高濃度作用下會導致ERS， 從而抑制apoB100的分泌［47］。除了apoB100外， MTP在VLDL的組裝過程中也起著重要作用， 抑制MTP的活性或者編碼MTP的基因突變或基因敲除也會導致VLDL組裝受阻［48， 49］。

雖然哺乳動物中肝脂轉運的營養調控機制較明確， 但魚類中相關研究仍很缺乏。在團頭魴中，高脂飼料會抑制肝臟TAG的分泌， 導致肝脂沉積增加［7］。在飼料中添加高水平的膽堿（1800 mg/kg飼料）可以顯著提高團頭魴肝臟apoB100和MTP的基因表達， 并且顯著降低高脂飼料組魚體肝臟脂肪沉積［50］， 可能原因是膽堿促進了肝臟VLDL的分泌從而加速肝脂向外轉運。在脂肪源方面， 與菜籽油組相比飼料中高含量的EPA或DHA（EPA、DHA占總脂肪酸的比例超過40%）會降低大西洋鮭肝細胞甘油酯的分泌［5］。此外， 研究發現僅用植物油替代魚油并不會影響血漿和VLDL中TAG的含量［5， 15， 51］， 用植物蛋白完全替代魚粉會使血漿TAG含量顯著降低［52］， 然而當用高水平的植物蛋白、植物油同時替代魚粉、魚油時血漿TAG含量顯著升高［53］， 這些結果表明植物蛋白源和植物油在影響魚體肝臟脂肪轉運時存在著交互作用， 具體調控機制還有待深入研究。

表 1 魚類載脂蛋白的研究進展Tab. 1 Progress of apolipoprotein reasearchin fish

3 脂肪酸的轉運

3.1 脂肪酸的跨膜轉運

脂蛋白轉運的TAG， 在LPL的作用下分解為脂肪酸， 然后才能進入細胞內。LPL是分解脂蛋白中TAG的限速酶。在哺乳動物中， LPL主要由心臟、肌肉和脂肪等組織合成和分泌［6］。然而， 在虹鱒和真鯛肝臟、肌肉和脂肪組織中均發現了LPL基因表達和/或者酶活［54， 55］， 并且沒有發現肝脂酶活性， 表明魚類肝臟LPL行使了哺乳動物肝脂酶的功能［26］。與哺乳動物類似， 魚類血液內水解形成的脂肪酸進入細胞內并不完成是被動擴散的過程， 存在著膜相關的脂肪酸轉運體介導的轉運［56， 57］， 并且發現大西洋鮭肝細胞對長鏈多不飽和脂肪酸（20︰5n-3＞18︰3n-3=22︰6n-3＞18︰2n-6＞18︰1n-9）的吸收更依賴于膜蛋白的調節［58］。此外， 在虹鱒、大西洋鮭等魚類中已克隆到兩種脂肪酸轉運體——脂肪酸移位酶（Fatty acid translocase， CD36）和脂肪酸轉運蛋白1 （Fatty acid transport protein， FATP1）的全長或核心片段。在虹鱒中， FATP1在脂肪組織的表達量最高， 在白肌、紅肌和心臟中的表達量逐漸增加，與這三種組織β氧化的能力相一致， 而CD36在肝臟的表達量最高［8］。脂肪酸轉運體在各組織的表達水平不同， 表明不同種類的脂肪酸轉運體在各組織的相對重要性不同， 不同組織在利用脂肪酸作為能量來源上可能存在著差異。如在大西洋鮭中， FATP1在內臟周的脂肪組織表達量高于CD36， 而在其他組織中（如肝臟、白肌、紅肌、心臟等）CD36的表達量均高于FATP1， 尤其是肝臟和紅?。?0］。

3.2 脂肪酸在細胞內的轉運

脂肪酸進入細胞后， 胞質型脂肪酸結合蛋白（Cytoplasmic fatty acid-binding protein， FABPc）將其轉運到不同的位點進行代謝或者儲存。FABPc在組織中分布廣泛， 對脂肪酸有很高的親和力， 可以將其從細胞膜轉運到胞內的利用位點， 在脂肪酸代謝中起著重要作用。哺乳動物中已發現12種FABP，剛發現時一般以其最先被分離的組織來命名， 如肝型（Live-type FABP， L-FABP）、心型（Heart-FABP， HFABP）等［59］。然而， 由于多數FABP不僅在一個組織中分布， Hertzel和Bernlohr［59］提出了新的命名方法， 根據被鑒定的時間順序， 在每種FABP后加一個阿拉伯數字， 如FABP1 （肝型）、FABP2 （腸型）等。

到目前為止， 已經證實魚類和蝦蟹中也存在多種FABP。這些種類的FABP與哺乳動物的同源性較高， 甚至還發現了在哺乳動物中不存在的FABP10 和FABP11［60—64］。與哺乳動物相比， 魚類FABP的特點是同源基因很多， 如FABP1a和FABP1b、FABP10a 和FABP10b、FABP11a和FABP11b等， 出現這種現象的原因是發生在2億多年前的輻鰭魚家系全基因組倍增（Whole-genome duplication）［65］。肝臟、肌肉和脂肪組織是魚體的主要脂肪貯存部位， 其中肝臟主要表達FAPB10， 肌肉中FABP3的表達量最高， 其次是FABP11， 脂肪組織主要表達FABP11［10， 66］， 因此本文主要討論這幾種FABP在肝臟、肌肉和脂肪組織中的研究進展。

3.3 脂肪酸轉運的調控

在魚類中脂肪酸轉運的營養調控已有報道， 主要集中于不同的飼料組成對LPL、CD36、FATP和FABP基因表達的影響。對于LPL， 有研究表明高脂飼料對真鯛和大黃魚肝臟LPL基因表達沒有顯著影響［67， 68］。然而， 也有學者發現高脂會顯著提高團頭魴、雜交羅非魚和大菱鲆肝臟LPL的表達量［7， 69， 70］。出現這種差異的原因可能與魚的種類、飼料組成以及環境條件有關。脂肪源方面， 在真鯛和虹鱒的研究中發現n-3 LC-PUFA可以顯著提高肝臟LPL的表達， 肌肉LPL的表達不受影響， 然而脂肪組織的表達量則明顯降低［32， 54］。對于不同組織， 有研究發現LPL的表達受季節的影響， 肝臟和脂肪組織在春季LPL表達量最高， 而肌肉LPL在夏季表達量最高。這些結果表明， LPL基因表達的調控在不同品種的魚類以及不同組織中之間存在著明顯差異， 并且受環境的影響較大， 其營養調控機制仍有待深入研究。CD36、FATP和FABP的表達同樣受到營養因素的調控。用高脂飼料投喂團頭魴， 肝臟FATP、FABP表達量顯著增加， 肝臟脂肪含量增加［71］。在蛋白源方面， 植物蛋白源替代60%的魚粉對大西洋鮭肝臟CD36表達沒有明顯影響， 但FATP的表達量顯著升高， 同時肝臟中也出現大量脂肪沉積， 這可能暗示了CD36和FATP在脂肪酸的吸收過程中起著不同的作用。在脂肪源方面， 攝食豆油組日本沼蝦肝胰腺FABP10基因表達量明顯高于牛油和魚油組［72］。用豆油替代魚油不會影響大西洋鮭肝細胞對油酸的吸收， 與之對應的是肝細胞CD36和FATP的表達量也沒有明顯變化［73］。在其他組織中，用混合植物油完全替代魚油， 大西洋鮭白肌CD36、FATP、FABP3和FABP11的表達量顯著降低， 紅肌中這些基因的表達量均沒有顯著變化［10］，與之相對應的是， 替代組白肌中TAG和總脂的含量下降了約30%， 而紅肌TAG和總脂含量沒有顯著明顯變化［74］。這些結果表明植物油替代魚油會降低大西洋鮭白肌對脂肪酸的吸收和轉運。類似的， 替代組肌隔和內臟脂肪組織總脂含量呈不同程度的降低， FABP11表達量也顯著下調， 然而FABP3的表達沒有明顯變化， 可能原因是FABP3與FABP11在轉運脂肪酸的功能上存在著差異。有研究表明FABP3的功能與線粒體β氧化密切相關［6 6］，FABP11與哺乳動物的FABP4一樣均為脂肪細胞型FABP， 因此其功能可能與FABP4類似（參與細胞內TAG的合成或分解［59］）， 不過這還需要進一步的證實。關于組織脂肪酸轉運體、FABP的表達與脂肪含量之間的關系， Torstensen等［53］得到了不同的結果， 當用植物蛋白源和植物油替代80%的魚粉和70%的魚油時， 大西洋鮭腹腔脂肪組織CD36、FATP1和FABP3的表達不受影響， FABP11的表達量顯著降低， 然而其脂肪含量顯著升高。出現這種現象的原因可能是FABP11具有與FABP4類似的功能（兩者均為脂肪細胞型FABP）， 其表達量的降低可以調控脂肪酸從脂肪細胞中流出［59］。另一方面，Jordal等［6 6］研究發現大西洋鮭白肌和紅肌中FABP3的蛋白表達存在著轉錄后調控。因此， 在探討FABP的營養調控時， 蛋白水平的檢測也是非常重要的。

除了飼料組成外， 攝食狀態也會影響到魚體的脂肪酸轉運。在正常投喂狀態下， 虹鱒白肌、紅肌和肝臟FATP1和CD36 的表達量均沒有變化， 而脂肪組織FATP1和CD36 的表達量在第35天時顯著高于第15和第25天， 這與投喂35d后腸系膜脂肪指數的升高是一致的［8］， 說明虹鱒攝食一段時間后會誘導脂肪組織增強對脂肪酸的吸收。在饑餓2周后，大西洋鮭脂肪組織FATP1和CD36的表達量顯著降低， 而白肌和肝臟FATP1、CD36的表達量則無顯著變化［9］， 表明饑餓時脂肪組織通過降低對脂肪酸的吸收以增加其他組織如肌肉對脂肪酸的可獲得性， 以便其氧化供能。饑餓后肝臟FABP3的表達量顯著升高， FABP3有轉運脂肪酸進入線粒體氧化的作用［66］， 這說明肝臟中進入線粒體進行氧化的脂肪酸增加， 這對于食物缺乏的自然條件下肝細胞維持能量供應是非常重要的。

4 展望

本文綜述了魚類脂肪和脂肪酸轉運的過程（圖 1）及營養因素對轉運的影響。然而， 與哺乳動物相比，魚類的脂肪轉運體系和轉運的細節尚未明確， 相關研究亟待加強。首先， 要完善脂肪和脂肪酸的轉運體系， 掌握魚類與哺乳類轉運之間存在的差異（如魚類脂蛋白以HDL為主， 而VLDL濃度低）， 分析產生差異的原因和對魚類脂類轉運的影響以及具有的生物學意義。其次， 明確不同魚類魚油替代前后魚體主要脂肪儲存部位脂類轉運的特點、存在的差異和相應的調控機制， 并分析不同組織代謝狀態的變化（如脂解率升高等）對其他組織脂肪轉運產生的影響， 為營養調控脂肪的轉運提供基礎。第三，魚類脂類轉運也面臨著其他問題（環境污染、抗營養因子、營養過剩等）， 研究不同條件對脂類轉運的影響及其調控機制將更有利于理解和調控魚類脂肪轉運。

圖 1 魚類中脂類的轉運過程（參考Sheridan等［8］， 并作適當修改）Fig. 1 Proposed lipid transport process in fish （Sheridan， et al.［8］*）

［1］Du Z Y. Causes of fatty liver in farmed fish： a review and new perspectives ［J］. Journal of Fisheries of China， 2014，9（38）： 1628—1638 ［杜震宇. 養殖魚類脂肪肝成因及相關思考. 水產學報， 2014， 9（38）： 1628—1638］

［2］Gao W， Liu Y J， Tian L X， et al. Protein-sparing capability of dietary lipid in herbivorous and omnivorous freshwater finfish： a comparative case study on grass carp （Ctenopharyngodon idella） and tilapia （Oreochromis niloticus×O. aureus） ［J］. Aquaculture Nutrition， 2011，17（1）： 2—12

［3］Shapawi R， Ebi I， Yong A， et al. Optimizing the growth performance of brown-marbled grouper， Epinephelus fuscoguttatus （Forskal）， by varying the proportion of dietary protein and lipid levels ［J］. Animal Feed Science and Technology， 2014， 191： 98—105

［4］Leaver M J， Bautista J M， Bj?rnsson B T， et al. Towards fish lipid nutrigenomics： current state and prospects for fin-fish aquaculture ［J］. Reviews in Fisheries Science， 2008， 16（sup1）： 73—94

［5］Kjaer M A， Vegusdal A， Gjoen T， et al. Effect of rapeseed oil and dietary n-3 fatty acids on triacylglycerol synthesis and secretion in Atlantic salmon hepatocytes ［J］. Biochimica et Biophysica Acta， 2008， 1781（3）： 112—122

［6］Tocher D R. Metabolism and functions of lipids and fatty acids in teleost fish ［J］. Reviews in Fisheries Science，2003， 11（2）： 107—184

［7］Lu K L， Xu W N， Li X F， et al. Hepatic triacylglycerol secretion， lipid transport and tissue lipid uptake in blunt snout bream （Megalobrama amblycephala） fed high-fat diet ［J］. Aquaculture， 2013， 408—409：160—168

［8］Sanchez-Gurmaches J， Cruz-Garcia L， Gutierrez J， et al. mRNA expression of fatty acid transporters in rainbow trout： in vivo and in vitro regulation by insulin， fasting and inflammation and infection mediators ［J］. Comparative Biochemistry and Physiology Part A： Molecular & Integrative Physiology， 2012， 163（2）： 177—188

［9］Sanchez-Gurmaches J， Ostbye T K， Navarro I， et al. In vivo and in vitro insulin and fasting control of the trans-membrane fatty acid transport proteins in Atlantic salmon （Salmo salar） ［J］. American Journal of Physiology-Regulatory Integrative and Comparative Physiology，2011， 301（4）： 947—957

［10］Torstensen B E， Nanton D A， Olsvik P A， et al. Gene expression of fatty acid-binding proteins， fatty acid transport proteins （cd36 and FATP） and β-oxidation-related genes in Atlantic salmon （Salmo salar L.） fed fish oil or vegetable oil ［J］. Aquaculture Nutrition， 2009， 15（4）：440—451

［11］Babin P J. Plasma lipoprotein and apolipoprotein distribution as a function of density in the rainbow trout （Salmo gairdneri） ［J］. Biochemical Journal， 1987， 246（2）：425—429

［12］Santulli A， Messina C M， D'Amelio V. Variations of lipid and apolipoprotein content in lipoproteins during fasting in European sea bass （Dicentrarchus labrax L.） ［J］. Comparative Biochemistry and Physiology Part A： Molecular & Integrative Physiology， 1997， 118（4）：1233—1239

［13］MacFarlane R B， Harvey H R， Bowers M J， et al. Serum lipoproteins in striped bass （Morone saxatilis）： effects of starvation ［J］. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences， 1990， 47（4）： 739—745

［14］Caballero M J， Torstensen B E， Robaina L， et al. Vegetable oils affect the composition of lipoproteins in sea bream （Sparus aurata） ［J］. British Journal of Nutrition，2006， 96（5）： 830—839

［15］Jordal A E O， Lie O， Torstensen B E. Complete replacement of dietary fish oil with a vegetable oil blend affect liver lipid and plasma lipoprotein levels in Atlantic salmon （Salmo salar L.） ［J］. Aquaculture Nutrition， 2007，13（2）： 114—130

［16］Lewis G F， Rader D J. New insights into the regulation of HDL metabolism and reverse cholesterol transport ［J］. Circulation Research， 2005， 96（12）： 1221—1232

［17］Sundaram M， Zhong S， Khalil M B， et al. Expression of apolipoprotein C-Ⅲ in McA-RH7777 cells enhances VLDL assembly and secretion under lipid-rich conditions ［J］. Journal of Lipid Research， 2010， 51（1）： 150—161

［18］Delcuve G P， Sun J M， Davie J R. Expression of rainbow trout apolipoprotein A-I genes in liver and hepatocellular carcinoma ［J］. Journal of Lipid Research， 1992， 33（2）：251—262

［19］Llewellyn L， Ramsurn V P， Wigham T， et al. Cloning，characterisation and expression of the apolipoprotein AI gene in the sea bream （Sparus aurata） ［J］. Biochimica et Biophysica Acta， 1998， 1442（2）： 399—404

［20］Smith R W， Wood C M， Cash P， et al. Apolipoprotein AI could be a significant determinant of epithelial integrity in rainbow trout gill cell cultures： a study in functional proteomics ［J］. Biochimica et Biophysica Acta， 2005，1749（1）： 81—93

［21］Villarroel F， Bastías A， Casado A， et al. Apolipoprotein AI， an antimicrobial protein in Oncorhynchus mykiss：Evaluation of its expression in primary defence barriers and plasma levels in sick and healthy fish ［J］. Fish & Shellfish Immunology， 2007， 23（1）： 197—209

［22］Shen Y， Lindberg A， Olivecrona G. Apolipoprotein CⅡfrom rainbow trout （Oncorhynchus mykiss） is functionally active but structurally very different from mammalian apolipoprotein CⅡ ［J］. Gene， 2000， 254（1）：189—198

［23］Nynca J， Dietrich M A， Karol H， et al. Identification of apolipoprotein CI in rainbow trout seminal plasma ［J］. Reproduction， Fertility and Development， 2010， 22（8）：1183—1187

［24］Pickart M A， Klee E W， Nielsen A L， et al. Genome-wide reverse genetics framework to identify novel functions of the vertebrate secretome ［J］. PLoS One， 2006， 1（1）： e104

［25］Zhang T， Yao S， Wang P， et al. ApoA-Ⅱ directs morphogenetic movements of zebrafish embryo by preventing chromosome fusion during nuclear division in yolk syncytial layer ［J］. Journal of Biological Chemistry， 2011，286（11）： 9514—9525

［26］Lindberg A， Olivecrona G. Lipase evolution： trout，Xenopus and chicken have lipoprotein lipase and apolipoprotein C-Ⅱ-like activity but lack hepatic lipase-like activity ［J］. Biochimica et Biophysica Acta-Lipids and Lipid Metabolism， 1995， 1255（2）： 205—211

［27］Kondo H， Kawazoe I， Nakaya M， et al. The novel sequences of major plasma apolipoproteins in the eel Anguilla japonica ［J］. Biochimica et Biophysica Acta （BBA）-Molecular and Cell Biology of Lipids， 2001， 1531（1）：132—142

［28］Kondo H， Morinaga K， Misaki R， et al. Characterization of the pufferfish Takifugu rubripes apolipoprotein multigene family ［J］. Gene， 2005， 346： 257—266

［29］Wang Y， Zhou L， Li Z， et al. Molecular cloning and expression characterization of ApoC-I in the orange-spotted grouper ［J］. Fish Physiology and Biochemistry， 2008，34（4）： 339—348

［30］Kj?r M A， Vegusdal A， Berge G M， et al. Characterisation of lipid transport in Atlantic cod （Gadus morhua）when fasted and fed high or low fat diets ［J］. Aquaculture，2009， 288（34）： 325—336

［31］Imai H， Oomiya Y， Kikkawa S， et al. Dynamic changes in the gene expression of zebrafish Reelin receptors during embryogenesis and hatching period ［J］. Development，Growth & Differentiation， 2012， 54（2）： 253—263

［32］Richard N， Kaushik S， Larroquet L， et al. Replacing dietary fish oil by vegetable oils has little effect on lipogenesis， lipid transport and tissue lipid uptake in rainbow trout （Oncorhynchus mykiss） ［J］. British Journal of Nutrition，2006， 96（2）： 299—309

［33］Puthanveetil P， Wang Y， Zhang D， et al. Cardiac trigly-ceride accumulation following acute lipid excess occurs through activation of a FoxO1-iNOS-CD36 pathway ［J］. Free Radical Biology & Medicine， 2011， 51（2）： 352—363

［34］Caballero M， Izquierdo M， Kj?rsvik E， et al. Morphological aspects of intestinal cells from gilthead seabream （Sparus aurata） fed diets containing different lipid sources ［J］. Aquaculture， 2003， 225（1）： 325—340

［35］Caballero M， Obach A， Rosenlund G， et al. Impact of different dietary lipid sources on growth， lipid digestibility，tissue fatty acid composition and histology of rainbow trout， Oncorhynchus mykiss ［J］. Aquaculture， 2002，214（1）： 253—271

［36］Liu J， Caballero M J， Izquierdo M， et al. Necessity of dietary lecithin and eicosapentaenoic acid for growth， survival， stress resistance and lipoprotein formation in gilthead sea bream Sparus aurata ［J］. Fisheries Science，2002， 68（6）： 1165—1172

［37］Azarm H M， Kenari A A， Hedayati M. Effect of dietary phospholipid sources and levels on growth performance，enzymes activity， cholecystokinin and lipoprotein fractions of rainbow trout （Oncorhynchus mykiss） fry ［J］. Aquaculture Research， 2013， 44（4）： 634—644

［38］Lu S， Zhao N， Zhao A， et al. Effect of soybean phospholipid supplementation in formulated microdiets and live food on foregut and liver histological changes of Pelteobagrus fulvidraco larvae ［J］. Aquaculture， 2008， 278（14）：119—127

［39］Lie ?， Sandvin A， Waagb? R. Influence of dietary fatty acids on the lipid composition of lipoproteins in farmed Atlantic salmon （Salmo salar） ［J］. Fish Physiology and Biochemistry， 1993， 12（3）： 249—260

［40］Field F， Born E， Chen H， et al. Regulation of apolipoprotein B secretion by biliary lipids in CaCo-2 cells ［J］. Journal of Lipid Research， 1994， 35（5）： 749—762

［41］Gu M， Kortner T M， Penn M， et al. Effects of dietary plant meal and soya-saponin supplementation on intestinal and hepatic lipid droplet accumulation and lipoprotein and sterol metabolism in Atlantic salmon （Salmo salar L.） ［J］. British Journal of Nutrition， 2014， 111（3）：432—444

［42］Venold F F， Penn M H， Thorsen J， et al. Intestinal fatty acid binding protein （fabp2） in Atlantic salmon （Salmo salar）： Localization and alteration of expression during development of diet induced enteritis ［J］. Comparative Biochemistry and Physiology Part A： Molecular & Integrative Physiology， 2013， 164（1）： 229—240

［43］Pan M， Maitin V， Parathath S， et al. Presecretory oxidation， aggregation， and autophagic destruction of apoprotein-B： a pathway for late-stage quality control ［J］. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America， 2008， 105（15）： 5862—5867

［44］Sato K， Cho Y， Tachibana S， et al. Impairment of VLDL secretion by medium-chain fatty acids in chicken primary hepatocytes is affected by the chain length ［J］. The Journal of Nutrition， 2005， 135（7）： 1636—1641

［45］López-Soldado I， Avella M， Botham K M. Differential influence of different dietary fatty acids on very low-density lipoprotein secretion when delivered to hepatocytes in chylomicron remnants ［J］. Metabolism， 2009， 58（2）：186—195

［46］Pan M， Cederbaum A I， Zhang YL， et al. Lipid peroxidation and oxidant stress regulate hepatic apolipoprotein B degradation and VLDL production ［J］. Journal of Clinical Investigation， 2004， 113（9）： 1277—1287

［47］Caviglia J M， Gayet C， Ota T， et al. Different fatty acids inhibit apoB100 secretion by different pathways： unique roles for ER stress， ceramide， and autophagy ［J］. Journal of Lipid Research， 2011， 52（9）： 1636—1651

［48］Wang Y， Tran K， Yao Z. The Activity of Microsomal Triglyceride Transfer Protein Is Essential for Accumulation of Triglyceride within Microsomes in McA-RH7777 cells a unified model for the assembly of very low density lipoproteins ［J］. Journal of Biological Chemistry，1999， 274（39）： 27793—27800

［49］Chang B HJ， Liao W， Li L， et al. Liver-specific inactivation of the abetalipoproteinemia gene completely abrogates very low density lipoprotein/low density lipoprotein production in a viable conditional knockout mouse ［J］. Journal of Biological Chemistry， 1999， 274（10）：6051—6055

［50］Li J Y， Zhang D D， Xu W N， et al. Effects of dietary choline supplementation on growth performance and hepatic lipid transport in blunt snout bream （Megalobrama amblycephala） fed high-fat diets ［J］. Aquaculture， 2014，434： 340—347

［51］Castro C， Corraze G， Panserat S， et al. Effects of fish oil replacement by a vegetable oil blend on digestibility，postprandial serum metabolite profile， lipid and glucose metabolism of European sea bass （Dicentrarchus labrax）juveniles ［J］. Aquaculture Nutrition， 2014， 21（5）：592—603

［52］Dias J， Alvarez M， Arzel J， et al. Dietary protein source affects lipid metabolism in the European seabass （Dicentrarchus labrax） ［J］. Comparative Biochemistry and Physiology Part A： Molecular & Integrative Physiology， 2005， 142（1）： 19—31

［53］Torstensen B E， Espe M， Stubhaug I， et al. Dietary plant proteins and vegetable oil blends increase adiposity and plasma lipids in Atlantic salmon （Salmo salar L.） ［J］. British Journal of Nutrition， 2011， 106（5）： 633—647

［54］Liang XF， Ogata H Y， Oku H. Effect of dietary fatty acids on lipoprotein lipase gene expression in the liver and visceral adipose tissue of fed and starved red sea bream Pagrus major ［J］. Comparative Biochemistry and Phy- siology Part A： Molecular & Integrative Physiology， 2002，132（4）： 913—919

［55］Lindberg A， Olivecrona G. Lipoprotein lipase from rainbow trout differs in several respects from the enzyme in mammals ［J］. Gene， 2002， 292（12）： 213—223

［56］Librán-Pérez M， Otero-Rodi?o C， López-Pati?o M A， et al. Central administration of oleate or octanoate activates hypothalamic fatty acid sensing and inhibits food intake in rainbow trout ［J］. Physiology & Behavior， 2014， 129：272—279

［57］Librán-Pérez M， Otero-Rodi?o C， López-Pati?o M，et al. Effects of intracerebroventricular treatment with oleate or octanoate on fatty acid metabolism in Brockmann bodies and liver of rainbow trout ［J］. Aquaculture Nutrition， 2015， 21： 194—205

［58］Zhou J S， Stubhaug I， Torstensen B E. Trans-membrane uptake and intracellular metabolism of fatty acids in atlantic salmon （Salmo salar L.） hepatocytes ［J］. Lipids，2010， 45（4）： 301—311

［59］Hertzel A V， Bernlohr D A. The mammalian fatty acidbinding protein multigene family： molecular and genetic insights into function ［J］. Trends in Endocrinology & Metabolism， 2000， 11（5）： 175—180

［60］Bay?r M， Bay?r A， Wright J M. Divergent spatial regulation of duplicated fatty acid-binding protein （fabp） genes in rainbow trout （Oncorhynchus mykiss） ［J］. Comparative Biochemistry and Physiology Part D： Genomics and Proteomics， 2015， 14： 26—32

［61］Thirumaran A， Wright J M， Bell J. Fatty acid-binding protein （fabp） genes of spotted green pufferfish （Tetraodon nigroviridis）： comparative genomics and spatial transcriptional regulation ［J］. Genome， 2014， 57（5）：289—301

［62］Agulleiro M J， André M， Morais S， et al. High transcript level of fatty acid-binding protein 11 but not of very lowdensity lipoprotein receptor is correlated to ovarian follicle atresia in a teleost fish （Solea senegalensis） ［J］. Biology of Reproduction， 2007， 77（3）： 504—516

［63］Sharma M K， Liu R Z， Thisse C， et al. Hierarchical subfunctionalization of fabp1a， fabp1b and fabp10 tissue specific expression may account for retention of these duplicated genes in the zebrafish （Danio rerio） genome ［J］. FEBS Journal， 2006， 273（14）： 3216—3229

［64］Zhao Y Z， Chen X L， Xie D X， et al. Cloning and analysis of full length cDNA of intracellularfatty-acid-binding protein in Litopenaeus vannamei ［J］. Journal of Fisheries of China， 2010， 34（11）： 1681—1688 ［趙永貞， 陳秀荔， 謝達祥， 等.凡納濱對蝦脂肪酸結合蛋白基因全長 cDNA的克隆及序列分析. 水產學報， 2010， 34（11）： 1681—1688］

［65］Vandepoele K， De Vos W， Taylor J S， et al. Major events in the genome evolution of vertebrates： paranome age and size differ considerably between ray-finned fishes and land vertebrates ［J］. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America， 2004， 101（6）：1638—1643

［66］Jordal A E O， Hordvik I， Pelsers M， et al. FABP3 and FABP10 in Atlantic salmon （Salmo salar L.）-General effects of dietary fatty acid composition and life cycle variations ［J］. Comparative Biochemistry and Physiology Part B： Biochemistry and Molecular Biology， 2006， 145（2）：147—158

［67］Wang X， Li Y， Hou C， et al. Physiological and molecular changes in large yellow croaker （Pseudosciaena crocea R.） with high-fat diet-induced fatty liver disease ［J］. Aquaculture Research， 2013， 46（2）： 272—282

［68］Yan J， Liao K， Wang T J， et al. Dietary lipid levels influence lipid deposition in the liver of large yellow croaker （Larimichthys crocea） by regulating lipoprotein receptors，fatty acid uptake and triacylglycerol synthesis and catabolism at the transcriptional level ［J］. PLoS One， 2015，10（6）： e0129937

［69］Han C Y， Wen X B， Zheng Q M， et al. Effects of dietary lipid levels on lipid deposition and activities of lipid metabolic enzymes in hybrid tilapia （Oreochromis niloticus×O. aureus） ［J］. Journal of Animal Physiology and Animal Nutrition， 2011， 95（5）： 609—615

［70］Peng M， Xu W， Mai K S， et al. Growth performance， lipid deposition and hepatic lipid metabolism related gene expression in juvenile turbot （Scophthalmus maximus L.）fed diets with various fish oil substitution levels by soybean oil ［J］. Aquaculture， 2014， 433： 442—449

［71］Lu K L， Xu W N， Wang L N， et al. Hepatic β-oxidation and regulation of carnitine palmitoyltransferase （CPT） I in blunt snout bream megalobrama amblycephala fed a high fat diet ［J］. PLoS One， 2014， 9（3）： e93135

［72］Ding Z， Chen L， Qin J， et al. Molecular cloning， characterization and expression analysis of the fatty acid-binding protein （MnFABP）， involved in dietary lipid sources response in oriental river prawn， Macrobrachium nipponense ［J］. Aquaculture Nutrition， 2014， 20（4）： 399—409

［73］Zhou J S，Torstensen B E， Stubhaug I. Oleic acid transmembrane uptake in hepatocytes of Atlantic salmon （Salmo salar l.） And effect of replacing dietary fish oil with vegetable oil ［J］. Acta Hydrobiologica Sinica， 2014，38（1）： 121—128 ［周繼術， Torstensen B E， Stubhaug I. 飼料中植物油替代魚油對大西洋鮭肝細胞油酸跨膜吸收的影響. 水生生物學報， 2014， 38（1）： 121—128］

［74］Nanton D A， Vegusdal A， Rora A M B， et al. Muscle lipid storage pattern， composition， and adipocyte distribution in different parts of Atlantic salmon （Salmo salar）fed fish oil and vegetable oil ［J］. Aquaculture， 2007，265（14）： 230—243

RESEARCH PROGRESSES OF LIPIDS AND FATTY ACIDS TRANSPORT IN FISH

AI Qing-Hui， YAN Jing and MAI Kang-Sen
（The Key Laboratory of Aquaculture Nutrition and Feed （Ministry of Agriculture） and Key Laboratory of Mariculture （Ministry of Education）， Ocean University of China， Qingdao 266003， China）

Vegetable oils have been widely used in aquafeeds because of the shortage of global fish oil resources. However， the excess lipid accumulation in fish has been an increasingly serious problem to fish health. Lipid deposition is a complex process， including lipogenesis， lipid transport and lipolysis. Numerous studies examined effects of vegetable oils replacing fish oil on lipid deposition in fish. by mainly focused on the lipogenesis and lipolysis， little researches were conducted on lipid transport that not only regulates lipid deposition of a specific tissue but also plays a pivotal role in lipid homeostasis and energy balance in organisms. Therefore， this paper reviewed the types and compositions of lipoproteins， lipids and fatty acids transports in fish， and effects of nutritional factors on lipids and fatty acids transport， and proposed the direction of future research.

Lipid transport； Fatty acid uptake； Lipoprotein； Fatty acid transporter； Fatty acid binding protein

S965.1

A

1000-3207（2016）04-0859-10

10.7541/2016.111

2015-04-23；

2015-10-10

國家自然科學基金項目（31372541和31172425）； 教育部博士點基金（20120132110007）；國家重點基礎研究發展計劃（2014CB138600）資助 ［Supported by the National Natural Science Foundation of China （31372541 and 31172425）； Ph.D. Programs Foundation of Ministry of Education of China （20120132110007）； National Basic Research Program of China （973Program）（2014CB138600）］

艾慶輝， E-mail： qhai@ouc.edu.cn