蛹蟲草菌生物合成蟲草素的研究進展

趙星月，李倩，劉文靜，關海晴，李成，王際輝,3，王亮

·綜 述·

蛹蟲草菌生物合成蟲草素的研究進展

趙星月1，李倩2，劉文靜1，關海晴1，李成1，王際輝1,3，王亮1

1 大連工業大學 生物工程學院，遼寧 大連 116034 2 大連大學 生命科學與技術學院，遼寧 大連 116622 3 東莞理工學院 化學工程與能源技術學院，廣東 東莞 523808

蛹蟲草是我國傳統的藥用真菌，蟲草素是蛹蟲草的主要活性成分，具有抗癌、抗腫瘤、抗病毒等多種生理功能。蛹蟲草菌液體發酵是最有希望實現高效生產蟲草素的途徑，但現階段生產強度低，亟需應用發酵工程及代謝工程手段提高蟲草素產量。文中對液體發酵體系中培養基組分 (碳/氮源、前體物質、金屬離子等) 和培養條件 (pH、溶氧量、光照等) 對蟲草素產量的影響進行了總結，并對蟲草素的分離純化、生物合成基因簇及合成代謝途徑進行了闡述，最后探討了實現蟲草素高效生產的關鍵環節。

蟲草素，蛹蟲草菌，液體發酵，生物合成途徑，高效生產

1950年Cunningham等首次從藥用蕈菌蛹蟲草菌的發酵液中分離得到蟲草素[1]。是一種昆蟲病原真菌，寄生于鱗翅昆蟲的幼蟲和蛹中。蟲草素，即3′-脫氧腺苷，分子式為C10H13N5O3，是一種核苷類似物，由一個嘌呤分子 (腺嘌呤)和一個核糖分子 (呋喃核糖) 組成，且兩者通過β-N9-糖苷鍵連接。蟲草素結構類似腺苷 (圖1)，但缺乏3′-OH，正是由于這點不同，才賦予蟲草素多種生理功能。

蟲草素作為蛹蟲草的主要活性物質，具有調節機體免疫功能、提高機體綜合抗病能力、抗菌消炎等功效[2]，自發現之后備受醫學界關注。蟲草素分子存在一個游離的-OH，作為核苷類似物嵌入到腫瘤細胞的DNA和RNA中可以阻止其合成、影響信號轉導過程等，從而抑制腫瘤細胞核酸的合成[3-5]。研究發現，蟲草素能夠有效抑制白血病[6]、結腸癌、肝癌[2]、腎癌、肺癌[7]、胃癌[7]、乳腺癌[8]、宮頸癌[9]、膀胱癌、前列腺癌等癌細胞的增殖[10]，此外，蟲草素還對大腸桿菌、鏈球菌、類腐敗梭菌、產氣莢膜梭菌等病原菌[11-13]以及白色念珠菌、克魯氏假絲酵母等致病性真菌有明顯的抑制作用[14]。下面就蟲草素來源、發酵生產、分離純化及生物合成途徑相關研究進行綜述。

圖1 蛹蟲草子實體 (A)、腺苷 (B) 和蟲草素 (C) 的化學結構式

1 微生物發酵生產蟲草素

蟲草素可以通過化學合成法和生物法獲得?；瘜W合成法原料成本高、合成工藝繁瑣、產物收率低且副產物多，限制了其工業應用[15]。生物法生產蟲草素主要有兩種途徑：一是直接從天然或人工培育的蛹蟲草子實體中提取，二是經過液體發酵，從蛹蟲草菌絲體和發酵液中提取。第一種途徑主要問題是蛹蟲草子實體的培養周期長 (約60 d)、培養條件復雜、不易控制，且蟲草素產量較低，不能滿足工業原料需求。第2種途徑液體發酵生產周期短 (約15 d)，發酵過程易于控制，產物生成目的性強。液體發酵技術已經應用于蟲草素生產，且逐漸發展為主要生產手段，并且在菌種改良、過程工程優化等方面也積累了大量工作。

1.1 蟲草素生產菌

能夠合成蟲草素的微生物包括蛹蟲草菌[1,16]、構巢曲霉[17]、九州蟲草菌[18]等絲狀真菌。其中，自然條件下蛹蟲草菌的蟲草素含量較高，常用于發酵生產蟲草素的研究。國內外開展了大量誘變育種工作以獲得高產蟲草素的蛹蟲草菌株：Das等利用高能質子束誘變技術篩選獲得 8-氮鳥嘌呤抗性突變株，弱化了蟲草素積累產生的反饋抑制，液體淺層培養21 d蟲草素產量達到3.1 g/L，較出發菌株產量提高約72%[19]；Kang等通過孢子雜交手段獲得高產蟲草素的蛹蟲草菌KSP8，蟲草素含量提高約116.67%，達到6.63 mg/g[20]；王亮等通過超聲波和硫酸二乙酯復合誘變處理獲得黃嘌呤鳥嘌呤雙重營養缺陷型突變體，通過阻斷黃嘌呤和鳥嘌呤的合成代謝，使代謝通量更多地流向前體物質腺嘌呤或腺苷，蟲草素產量提高40%，蟲草素產量達到1.76 g/L[21]。

1.2 優化培養基成分提高蟲草素發酵產量

微生物培養過程中，碳源、氮源、前體物質、金屬離子等培養基組分的種類及含量變化對菌體生長和產物合成會產生不同程度的影響 (表1)。

1.2.1 碳、氮源

碳、氮是細胞的基本組成元素，碳源、氮源以及C/N比的選擇都會對細胞生長和代謝產生較大影響。大量碳源優化實驗表明，葡萄糖是蛹蟲草菌發酵生產蟲草素的最優碳源[22]：Mao等考察了乳糖、蔗糖、果糖、葡萄糖、半乳糖、麥芽糖和木糖等多種碳源對蛹蟲草菌液體發酵體系蟲草素產量的影響，發現葡萄糖為最適碳源，當以42.0 g/L葡萄糖進行液體發酵，蟲草素產量最高，第18天達到 (345.4±8.5) mg/L[24]；Wongsa等比較了葡萄糖、蔗糖和木糖3種碳源，也發現以葡萄糖為碳源時蟲草素產量最高，達到 (249.74±12.71) mg/L，較木糖和蔗糖組分別提高6.09%和17.41%，但單位細胞的蟲草素得率YP/X卻是木糖組最高 (0.094 g/g DCW)，為葡萄糖和蔗糖組的1.92倍和2.41倍[40]，這可能是由于菌體生長差異導致的 (生物量：葡萄糖≈蔗糖>木糖)。

葡萄糖是許多微生物生長的常見碳源和能源，多數研究都集中在將葡萄糖轉化為蟲草素，但葡萄糖的快速代謝會導致多種次級代謝產物的生物合成速率降低，并抑制其他碳源的利用。Tang等以葡萄糖為基礎碳源同時補加棉籽油、花生油等植物油作為第二碳源，由于培養基中植物油的溶解度低，可避免碳分解代謝物的阻遏作用，同時改變呼吸熵，強化了碳通量流向蟲草素的生物合成，在40 g/L葡萄糖基礎上添加20 g/L花生油作為初始碳源，液體發酵20 d蟲草素產量可提高約217%，達到5.29 g/L[23]。

在氮源方面，銨鹽能夠顯著提高蟲草素產量，Mao等在蛹蟲草菌液體深層培養過程進行銨鹽流加補料，蟲草素產量達 (420.5±15.1) mg/L，較分批培養提高70%[41]。Leung等報道在培養第3天流加補料10 mmol/L NH4Cl，顯著刺激了蟲草素的生物合成，菌絲體蟲草素產量增加312.3% (由28.5 μg/g增加到117.5 μg/g)[28]。Shih等發現C/N比為1︰1.5時有利于腺苷和蟲草素的積累，但C/N比過低 (1︰3) 會導致其產量減少[27]。有機氮源對蛹蟲草菌代謝的貢獻則主要是促進細胞生長[30-31]，陳磊等發現使用牛肉膏、蛋白胨等有機氮源時，菌絲濃密，而使用無機氮源(NH4)2SO4和NH4Cl時，菌絲稀疏[31]。Raethong等構建了蛹蟲草菌的基因組尺度代謝網絡模型，基于此設計合成培養基組分以實現菌體快速生長和蟲草素的大量積累，當C/N比控制為8︰1時，培養液中蟲草素產量達到 (377.6±5.5) mg/L，較未優化培養基提高246.42%[32]。

1.2.2 前體物質

前體物質能直接被微生物在生物合成過程中結合到產物分子中，添加合適的前體物質一般可以顯著提高產物的產量。腺苷和腺嘌呤等嘌呤代謝的中間代謝物與蟲草素結構類似，被認為可能是參與蟲草素生物合成的前體物質。Das等添加6 g/L腺苷作為前體物質進行高產突變株液體發酵，蟲草素產量高達8.57 g/L，較對照組提高28.10%[19,29]。Sari等向培養基中添加6.75 g/L腺嘌呤，蟲草素產量提高了360%，達到6.24 g/L[34]。組合添加腺嘌呤和甘氨酸也能顯著提高蟲草素產量：Masuda等實驗發現1 g/L腺嘌呤和16 g/L甘氨酸為最優前體添加組合，蟲草素產量提高310%，達2.5 g/L[33]；康超等提出黑暗振蕩條件下 (光照影響見下文) 添加前體物質 (1 g/L腺嘌呤和16 g/L甘氨酸) 是提高蟲草素產量的最優方案，其蟲草素發酵產量可提高39%，達到1.02 g/L[35]。

表1 培養基成分對蟲草素產量的影響

1.2.3 金屬離子

金屬離子與細胞的生長和代謝有著密切的關系，過量或缺乏都會對細胞功能造成影響。Hung等利用海水開展蛹蟲草菌發酵實驗，發現一定濃度下Mg2+、Na+、Ca2+和Fe2+有利于蟲草素積累[38]。Fan等發現液體發酵體系Fe2+促進蟲草素的積累，初始添加1 g/L FeSO4·7H2O，蟲草素產量達 596.59 mg/L，較未添加組提高約70%[37]。

左言美等發現外源添加高濃度Zn2+引起細胞內鋅積累，引發的氧化脅迫抑制菌體生長，35 g/L鋅質量濃度為蛹蟲草菌菌體生長極限濃度，蟲草素的含量也隨鋅質量濃度的增加而顯著降低[39]。然而，筆者所在研究組發現，在蛹蟲草菌液體深層培養體系 (合成培養基) 中添加10 mmol/L Zn2+，25 ℃培養15 d后培養液中蟲草素濃度達到(1 553.21±105.77) mg/L，是無鋅對照體系 ((225.66±20.53) mg/L) 的6.88倍 (數據待發表)，初步推測鋅離子參與全局轉錄調控影響蟲草素生物合成。

1.2.4 其他因素

維生素與氨基酸等也證明與蟲草素積累相關。在基礎培養基中補充10 mg/L生長因子 (VB1、VB6、VB7、VB11、α-萘乙酸 (NAA)、3-吲哚乙酸或2,4-二氯苯氧乙酸)，發現添加VB1、VB11和NAA有利于蟲草素積累，添加10 mg/L VB1蟲草素產量最高，液體培養35 d可達(1 159.34±109.01) mg/L，較對照組提高約95.8%[25]。Raethong等通過代謝組學分析比較了不同碳源條件下蛹蟲草菌的基因表達，發現甲硫氨酸代謝與蟲草素合成存在關聯[42]。Oh等利用GC-MS分析蛹蟲草子實體中的代謝物，認為蟲草素生物合成與谷氨酰胺及谷氨酸代謝相關[43]。

綜上所述，培養基成分對于任何發酵產物的產量都非常重要，特別是碳、氮源，這些組分與細胞生長和代謝產物的生物合成直接相關。蟲草素作為次級代謝產物，其生物合成主要由嘌呤代謝中間產物轉化形成，表明蟲草素合成代謝與細胞生長 (初級代謝) 存在一定關聯，因此，在選擇碳、氮源時需要同時考慮產物合成和細胞生長。多數研究表明，當使用單一碳源進行蟲草素發酵時，葡萄糖為蟲草素發酵的最佳碳源[22]。雖然在以木糖為碳源時，單位細胞的蟲草素得率YP/X高于葡萄糖，但葡萄糖較木糖更有利于蛹蟲草菌的生長[40]。在氮源選擇方面，有機氮源含多種氨基酸及生長因子，能夠顯著促進菌體生長，但不利于蟲草素合成；而無機氮源銨鹽雖不利于菌體生長，但能促進蟲草素大量積累[28,41]。由此可見，蛹蟲草菌在菌體生長和產物合成階段對碳、氮源的偏好不同，因此可應用兩步法發酵或混合碳源發酵策略提高蟲草素產量，即先利用葡萄糖、蛋白胨 (或酵母浸粉等) 作為碳、氮源，提供菌體生長所需營養物質，后期切換為木糖 (或植物油等)、銨鹽作為碳、氮源，促進蟲草素合成；或利用葡萄糖作為基礎碳源，同時補木糖、植物油等其他碳源進行混合碳源發酵。除碳、氮源外，在發酵培養基中添加一定量前體物質 (如1 g/L腺嘌呤和16 g/L甘氨酸)、補充適量金屬元素 (如3.6 mmol/L Fe2+、10 mmol/L Zn2+) 和維生素 (如 10 mg/L VB1) 可進一步提高蟲草素產量。

1.3 優化培養條件提高蟲草素發酵產量

除了培養基成分優化外，培養條件優化也是一種常用的提高蟲草素產量的過程工程策略，如pH、溶氧量以及光照條件等 (表2)。

表2 培養條件對蟲草素產量影響

1.3.1 溶氧量

溶氧量 (DO) 作為發酵的重要指標，對蟲草素的產量存在顯著影響。Mao等在蛹蟲草菌液體培養體系提出了兩階段溶氧控制策略：前4天DO控制在50%–60%，之后DO控制在30%左右，第13天蟲草素產量最高達到194.5 mg/L，較無DO控制體系提高10%；進一步在5-L渦輪攪拌生物反應器中應用該策略，蟲草素產量提高了約15%[44]。

Shih等考察搖瓶培養、靜置培養和振蕩-靜置兩階段培養3種不同溶氧條件的培養方式，發現兩階段發酵體系蟲草素產量和生產強度分別為 1 103.0 mg/L和34.4 mg/(L·d)，較靜置 (220.3 mg/L，9.2 mg/(L·d)) 和搖瓶培養體系 (135.0 mg/L，11.2 mg/(L·d)) 蟲草素產量和生產強度顯著提 高[27]。此外，Suparmin等通過轉錄組學分析深層液體發酵和淺層液體發酵體系的基因表達，發現淺層液體發酵體系的氧缺乏有利于蟲草素積累[51]。

1.3.2 pH

培養體系pH變化是細胞酸性及堿性物質代謝的綜合體現。在蛹蟲草菌液體發酵體系，pH隨著發酵的進行逐漸下降，甚至可以降到2.0以下。目前，蛹蟲草菌發酵研究主要考察的是初始pH的影響。多數研究認為控制酸性初始pH條件有利于蟲草素積累。Xie等發現培養溫度28 ℃、初始pH 6.2為最優發酵條件，生物量和蟲草素產量分別達到19.1 g/L和1.8 mg/g[45]。萬濤等考察了初始pH 2.0–10.0范圍內菌體生長和蟲草素積累的變化，發現隨著培養基初始pH逐漸升高，生物量和蟲草素產量均呈現先上升后下降的趨勢，蛹蟲草菌生長的最適初始pH在6.0左右，而蟲草素產量在pH 5.0時最高，達到264.0 mg/L[46]。Shih等也同樣發現菌體生長的最適初始pH在6.0左右，在pH 4.0–7.0初始pH范圍內隨著初始pH逐漸升高，蟲草素產量逐漸降低，當培養基初始pH為4.0，第25天發酵液中蟲草素產量最高 (315.2 mg/L)，是pH 7.0條件下的2.28倍[27]。

1.3.3 光照

光照影響蛹蟲草子實體生長及次級代謝產物的積累。Dong等發現光源波長對菌絲生長、腺苷及蟲草素的生成有顯著影響。與藍光、白光和黑暗條件等相比，620–630 nm的紅光最適合菌絲生長和腺苷積累，但不適合蟲草素積累；而440–450 nm的藍光最適合蟲草素積累[48]，推測與藍光受體蛋白CmWC-1功能相關，此蛋白參與調控蛹蟲草子實體發育和次級代謝產物形成[50]。蛹蟲草菌液體培養經LED藍燈 (440–450 nm) 照射 (16 h/d)，顯著促進了蟲草素的積累，第14天蟲草素產量達3.48 g/L，較對照組提高約58%[49]。

綜上所述，在蛹蟲草菌液體發酵體系，通過調控溶氧、pH、光照等培養條件能夠顯著提高蟲草素產量。與碳、氮源利用相似，細胞生長和產物積累的最適溶氧、pH、光照條件不一致?；诖?，應用兩步法液體發酵策略有利于提高蟲草素產量，即發酵前期，選擇葡萄糖、蛋白胨 (或酵母浸粉) 作為碳、氮源，控制高DO (50%–60%)、弱酸性pH (pH 6.0)、紅光光照 (620–630 nm)，促進菌體生長；發酵后期，選擇木糖 (或植物油)、銨鹽作為碳、氮源，控制低DO (0–30%)、酸性pH (pH 4.0)、藍光光照 (440–450 nm)，強化蟲草素積累。

2 蟲草素的分離純化

蟲草素來源不同，提取方法也有一定的差別。目前生物法獲取蟲草素可通過蛹蟲草子實體培養和液體深層發酵兩種形式。對于子實體培養而言，子實體和固體培養基殘基均需用于蟲草素分離；對于液體發酵系統，研究表明超過50%的蟲草素存在于發酵液中[24,40,52]。因此，對發酵液中的蟲草素進行分離純化就可回收大部分目的產物。

用于蟲草素分離的方法有浸提法、熱回流法、超聲波提取法[53-54]、微波提取法[55]、超臨界流體萃取法[56]、樹脂吸附法、制備色譜法[57]等，其中浸提法、熱回流法、超聲波/微波提取等溶劑萃取法主要應用于子實體和固體培養基殘基中蟲草素的分離。

在液體發酵體系，Masuda等采用結晶法從蛹蟲草菌突變株G81-3培養液中分離純化蟲草素。發酵液首先經過凍干，在室溫條件下制備蟲草素的濃縮液 (pH 2.7，蟲草素含量約40 g/L)，通過降低溫度或調節pH，均能得到蟲草素晶體，回收率為79.8%，純度為99.4%[58]。此方法具有簡單易行、不依賴于復雜設備、成本低等優點，但需要制備較高濃度的蟲草素濃縮液。

大孔吸附樹脂吸附方法也可用于蟲草素分離，具有工藝簡單、綠色環保、高效安全的特點，可滿足工業生產的需求。李從鎮等從多種大孔樹脂中篩選出最合適蟲草素分離的NAK-II大孔樹脂，其吸附量可達到16.5 mg/g，解析率可達95%[59]。Ni等設計了一種循環式大孔樹脂柱層析萃取法，使用3種不同層析柱組成的循環柱層析萃取系統，萃取廢棄培養基中的蟲草素回收率可達97.24%[60]。Zhang等采用NKA-Ⅱ大孔樹脂吸附法分離子實體中蟲草素、N6-(2-羥乙基)-腺苷(HEA) 和腺苷，通過大孔樹脂吸附制備的粗品含有3.4%的蟲草素、3.7%的HEA和4.9%的腺苷，通過循環高速逆流色譜進一步純化粗品，在一步分離中從500 mg粗制樣品中獲得3種核苷，包括15.6 mg蟲草素、16.9 mg HEA和23.2 mg腺苷，其純度分別為98.5%、98.3%和98.0%[61]。

利用大孔樹脂實現發酵-分離耦合則為蟲草素高效生產提供了新思路?；诟邼舛认x草素對其生物合成過程產生強烈反饋抑制，關海晴等提出應用發酵分離耦合技術移除部分蟲草素、弱化反饋抑制，在30 g/L葡萄糖的分批發酵體系中，經過兩次NKA-Ⅱ大孔樹脂吸附，發酵21 d后蟲草素產量達到644.50 mg/L，較對照組提高32.07%[62]。

具有高選擇性的分子印跡技術也成功應用于蟲草素分離。Zhang等以甲基丙烯酸和丙烯酰胺作為分子印跡聚合物 (Molecularly imprinted polymers，MIPS) 的功能單體，以改性硅膠為內核，以蟲草素為模板，以乙二醇二甲基丙烯酸酯為交聯劑，以偶氮二異丁腈為引發劑，制成MIPS。經測試該MIPS最大蟲草素吸附量為95.37 mg/g，使用MIPS從蛹蟲草發酵液中分離蟲草素，蟲草素回收率為25.67%，純度為98%[63]。分子印跡分離技術可以特異性吸附蟲草素，而不受其他雜質的干擾，有助于區分腺苷、2′-脫氧腺苷等結構類似物，但此方法需要大量有機溶劑，且合成MIPS過程復雜，應用于大規模生產尚有一定困難。

3 蟲草素生物合成途徑

3.1 蟲草素生物合成基因簇

自1950年蟲草素發現以來[1]，由于缺乏基因組相關信息，其生物合成途徑遲遲未被解析，直到2011年才由中國科學院植物生理生態研究所Zheng等完成蛹蟲草菌的全基因組測序[64]。

此前，Kaczka等發現在構巢曲霉中也能產生蟲草素[17]，Xia等推斷蛹蟲草菌和構巢曲霉中必定共同存在負責蟲草素合成的關鍵基因[16]。Xia等通過比較蛹蟲草菌和構巢曲霉基因組，發現了幾個高度同源的蛋白編碼基因，且緊密排列形成一個基因簇，蛹蟲草菌中分別是1、2、3和4，對應構巢曲霉中的同源基因分別是1、2、3和4。蛋白質功能分析顯示1編碼氧化還原酶，2編碼金屬離子依賴的磷酸水解酶，3編碼ATP依賴的磷酸轉移酶，4編碼一個ABC型的轉運蛋白[16]。2019年Zhao等通過轉錄組和蛋白質組學分析九州蟲草 (Kob) 也發現了高度同源的蟲草素生物合成基因簇1-4[18]。

Xia等通過組合敲除基因1-4，并在釀酒酵母及羅伯茨綠僵菌中異源表達了1–4，結果表明1和2是蟲草素生物合成的關鍵基因，3基因參與噴司他汀的生物合成，4可能編碼噴司他汀的轉運蛋白[16]。1和2編碼蛋白在胞內形成蛋白復合體且定位于脂滴。蟲草素在胞內可被腺苷脫氨酶 (Adenosine deaminase，ADA) 催化脫毒去除氨基生成無細胞毒性的3′-脫氧肌苷，噴司他汀可通過抑制ADA的活性調控蟲草素合成。因此，噴司他汀被認為是平衡細胞毒性和蟲草素積累水平的關鍵因素[16]。蛹蟲草菌蟲草素合成基因簇的揭示為闡述蟲草素合成機理、對關鍵靶點進行代謝工程改造和利用合成生物學方法高效生產蟲草素奠定了堅實基礎。雖然4不負責蛹蟲草中蟲草素的分泌運輸，但研究表明液體發酵體系中大部分蟲草素均存在于發酵液中[24,40,52]，表明蛹蟲草菌可能存在未知的特異性蟲草素轉運蛋白。

3.2 蟲草素生物合成途徑

蟲草素生物合成途徑的揭示經歷了曲折的過程。自蟲草素被發現后，Kredich等利用碳同位素示蹤法對蟲草素的生物合成進行了探究，起初認為蟲草素是由細胞預先合成的蟲草糖 (3′-脫氧核糖) 和腺嘌呤通過糖苷鍵聚合而成[65]。然而，多位科學家通過同位素示蹤實驗提出一種截然不同的觀點，認為蟲草素的合成是以腺苷或其他衍生物為前體，在合成過程中糖苷鍵不發生斷裂[66-68]，且添加腺嘌呤或腺苷等前體物質能顯著提高蟲草素產量[19,29,33]。由于細胞內普遍存在腺苷及其衍生物，通過同位素標記難以精確定位中間代謝物，示蹤蟲草素的生物合成途徑難度較大。

隨著組學技術的發展，Li等基于轉錄組學分析預測了蟲草素的生物合成途徑 (圖2棕色標記路徑)，認為蟲草素是以腺苷為前體，首先在腺苷激酶(ADK) 作用下通過磷酸化生成腺苷單磷酸 (AMP)，進而在腺苷酸激酶 (ADEK) 的作用下生成了腺苷二磷酸 (ADP)，并且在高度保守的核苷酸還原酶 (RNRs) 亞基作用下生成3′-dADP和2′-dADP，3′-dADP在腺苷酸激酶 (ADEK) 的作用下生成3′-dAMP，最終通過5′-核苷酸酶 (NT5E) 生成3′-脫氧腺苷 (蟲草素，COR)[69]。而2′-dADP經過類似的反應最終生成了2′-脫氧腺苷參與核酸代謝[70-71]。

圖2 蟲草素合成途徑預測[16,70]

然而，Kato等通過在大腸桿菌中異源表達蛹蟲草菌來源的核苷酸還原酶 (RNRs) 的大小亞基CmR1和CmR2，發現其僅催化由ADP生成2′-dADP的反應，不參與催化ADP生成3′-dADP的反應，表明在蛹蟲草菌中RNR不參與蟲草素生物合成[72]，說明蟲草素合成依賴其他代謝途徑。

隨著蛹蟲草菌基因組全測序工作的完成，Xia等基于比較基因組分析，進一步提出了新的蟲草素生物合成路徑 (圖2藍色標記路徑)，認為腺苷首先經過特異的ATP依賴的磷酸轉移酶 (3編碼) 將3′-OH磷酸化生成3′-AMP，進而3′-AMP在金屬離子依賴的磷酸水解酶 (2編碼) 作用下去磷酸化形成不穩定的烯醇化合物，通過自發異構形成2-羰基-3-脫氧腺苷，最終在氧化還原酶 (1編碼) 作用下生產蟲草素。Xia等提出蟲草素代謝與噴司他汀(PTN) 的合成相關聯，PTN通過抑制腺苷脫氨酶 (ADA) 活性而避免蟲草素脫氨，胞內PTN水平是調節蟲草素合成的關鍵因素[16,73]。

4 結論和展望

蛹蟲草作為中國傳統的中藥材，可開發其生物活性物質用于食品、藥品及化妝品行業[3,74-76]。隨著上世紀50年代其重要活性成分蟲草素的發現，學術界開展了大量蟲草素合成及其藥用功能的研究，巨大的市場需求亟需開發蟲草素高效生產技術。雖然蛹蟲草人工培育技術成熟，但固體培養周期長、空間利用率低、操作復雜，因此目前液體發酵已發展成為蟲草素的重要生產手段，國內外學者對此開展了大量培養基和工藝條件優化研究，建立了一系列提高蟲草素產量的過程工程策略，如前體添加、銨鹽補料、光照調節等。

由于蟲草素是次級代謝產物，可以考慮采用分階段控制發酵過程，即前一階段實現生物量的積累，后一階段主要實現蟲草素的積累，兩段的培養基組成、光照條件、pH、DO等可以各不相同。

同時，蟲草素高效生產僅僅靠發酵工藝優化也是不夠的，還需要在上游菌株改造及下游產品分離純化方面開展研究。雖然有許多關于蟲草素提取分離的報道，但多數研究是以蛹蟲草子實體為對象，缺少在液體發酵體系建立的高效分離工藝。對于具有細胞毒性的蟲草素發酵，開發原位發酵-分離耦合工藝可及時解除產物抑制、降低細胞毒性、提高細胞存活率，最終提高蟲草素產量[62-63]。

由于缺乏蛹蟲草菌的遺傳信息，早期高產菌株的選育主要是通過物理或化學誘變得到，但隨著蛹蟲草菌基因組序列解析[64]，以及轉錄組、蛋白質組學等多種組學研究的開展[42,51,77-79]，蟲草素生物合成途徑逐漸清晰，確定了負責蟲草素合成的關鍵基因1和2，研究認為1和2蛋白產物形成復合體參與蟲草素合成[16]，但具體催化機制有待進一步解析。

菌種的分子改造往往受限于沒有合適的遺傳操作系統，包括合適的載體系統、DNA胞內遞送方法等。近年來蛹蟲草菌的分子改造技術也逐漸成熟，建立了農桿菌介導及原生質體遺傳轉化體 系[80-81]、基于Split?Marker重組技術開發的基因敲除系統等[82]。此外，Chen等首次在蛹蟲草菌中成功開展了CRISPR-Cas9基因編輯工作[83]，為蛹蟲草菌的基因工程改造提供了更為高效快捷的技術手段。借助組學分析差異表型，甄選影響蟲草素生物合成的關鍵基因，借助現代分子生物學技術進行改造，將大幅度提高蛹蟲草菌蟲草素生產能力。

近年來合成生物學研究發展迅速，在原核或真核底盤細胞中構建外源生物合成途徑，已經成功實現了多種次級代謝物的高效生產[84-86]，筆者所在研究組也將蟲草素合成關鍵基因成功在釀酒酵母和畢赤酵母中表達并合成了蟲草素。將合成生物學技術應用于蟲草素的高效生產，需要優化底盤生物代謝通量、緩解產物的細胞毒性、提高產物胞外轉運效率等，再結合過程工程策略、優化菌種-發酵-分離的各個環節，將真正實現蟲草素的高效大規模工業生產。

[1] Cunningham KG, Manson W, Spring FS, et al. Cordycepin, a metabolic product isolated from cultures of(Linn.) Link. Nature, 1950, 166(4231): 949.

[2] Bi YE, Zhou YL, Wang MQ, et al. Targeted delivery of cordycepin to liver cancer cells using transferrin-conjugated liposomes. Anticancer Res, 2017, 37(9): 5207–5214.

[3] Tuli HS, Sharma AK, Sandhu SS, et al. Cordycepin: a bioactive metabolite with therapeutic potential. Life Sci, 2013, 93(23): 863–869.

[4] Holbein S, Wengi A, Decourty L, et al. Cordycepin interferes with 3′ end formation in yeast independently of its potential to terminate RNA chain elongation. RNA, 2009, 15(5): 837–849.

[5] Yoon SY, Park SJ, Park YJ. The anticancer properties of cordycepin and their underlying mechanisms. Int J Mol Sci, 2018, 19(10): 3027.

[6] Chou SM, Lai WJ, Hong TW, et al. Synergistic property of cordycepin in cultivated-mediated apoptosis in human leukemia cells. Phytomedicine, 2014, 21(12): 1516–1524.

[7] Zhou YH, Zhan Z, Tang YP, et al. Mechanisms of proliferative inhibition by maimendong & Qianjinweijing decoction in A549 cells. Chin J Lung Cancer, 2010, 13(5): 477–482 (in Chinese). 周宇輝, 詹瑧, 唐于平, 等. 麥門冬合千金葦莖湯抑制A549細胞增殖作用及其機制. 中國肺癌雜志, 2010, 13(5): 477–482.

[8] Choi S, Lim MH, Kim KM, et al. Cordycepin-induced apoptosis and autophagy in breast cancer cells are independent of the estrogen receptor. Toxicol Appl Pharm, 2011, 257(2): 165–173.

[9] Seong DB, Hong S, Muthusami S, et al. Cordycepin increases radiosensitivity in cervical cancer cells by overriding or prolonging radiation-induced G2/M arrest. Eur J Pharmacol, 2016, 771: 77–83.

[10] Khan A, Tania M. Cordycepin in anticancer research: molecular mechanism of therapeutic effects. Curr Med Chem, 2019, 27(6): 983–996, doi: 10.2174/0929867325666181001105749.

[11] Jiang Q, Lou ZX, Wang HX, et al. Antimicrobial effect and proposed action mechanism of cordycepin againstand. J Microbiol, 2019, 57(4): 288–297.

[12] Huang M, Zhang S. Research advances of physiological efficacies of cordycepin. J Fungal Res, 2010, 8(4): 234–238, 244 (in Chinese). 黃冕, 張松. 蟲草素生理功效的研究進展. 菌物研究, 2010, 8(4): 234–238, 244.

[13] Ahn YJ, Park SJ, Lee SG, et al. Cordycepin: selective growth inhibitor derived from liquid culture ofagainstspp. J Agric Food Chem, 2000, 48(7): 2744–2748.

[14] Sugar AM, McCaffrey RP. Antifungal activity of 3’-deoxyadenosine (cordycepin). Antimicrob Agents Chemother, 1998, 42(6): 1424–1427.

[15] Li QH, Yang RC, Ruan ZZ, et al. Total synthesis of cordycepin. Chinese J Org Chem, 2013, 33(6): 1340–1344 (in Chinese). 李啟歡, 陽如春, 阮志忠, 等. 蟲草素的全合成研究. 有機化學, 2013, 33(6): 1340–1344.

[16] Xia YL, Luo FF, Shang YF, et al. Fungal cordycepin biosynthesis is coupled with the production of the safeguard molecule pentostatin. Cell Chem Biol, 2017, 24(12): 1479–1489.e4.

[17] Kaczka EA, Dulaney EL, Gitterman CO, et al. Isolation and inhibitory effects on KB cell cultures of 3′-deoxyadenosine from(Eidam) Wint. Biochem Biophys Res Commun, 1964, 14(5): 452–455.

[18] Zhao X, Zhang GY, Li CY, et al. Cordycepin and pentostatin biosynthesis gene identified through transcriptome and proteomics analysis ofKob. Microbiol Res, 2019, 218: 12–21.

[19] Das SK, Masuda M, Hatashita M, et al. A new approach for improving cordycepin productivity in surface liquid culture ofusing high‐energy ion beam irradiation. Lett Appl Microbiol, 2008, 47(6): 534–538.

[20] Kang N, Lee HH, Park I, et al. Development of high cordycepin-producingstrains. Mycobiology, 2017, 45(1): 31–38.

[21] Wang L, Liu WJ, Cao ZP, et al. Screening of a double auxotrophicmutant and its high fermentation yield of cordycepin. Mod Food Sci Technol, 2017, 33(3): 54–59 (in Chinese). 王亮, 劉文靜, 曹照平, 等. 雙重營養缺陷型蛹蟲草突變株的選育及其高產蟲草素的研究. 現代食品科技, 2017, 33(3): 54–59.

[22] Zhang JG, Fang TT, Li QL, et al. Production of cordycepin byusing submerged liquid culture: optimization of the culture medium and repeated batch fermentation. J Food Agric Environ, 2013, 11(3): 534–538.

[23] Tang JP, Qian ZQ, Wu H. Enhancing cordycepin production in liquid static cultivation ofby adding vegetable oils as the secondary carbon source. Bioresour Technol, 2018, 268: 60–67.

[24] Mao XB, Eksriwong T, Chauvatcharin S, et al. Optimization of carbon source and carbon/nitrogen ratio for cordycepin production by submerged cultivation of medicinal mushroom. Process Biochem, 2005, 40(5): 1667–1672.

[25] Kang C, Wen TC, Kang JC, et al. Optimization of large-scale culture conditions for the production of cordycepin withby liquid static culture. ScientificWorldJournal, 2014, 2014: 510627.

[26] Tang JP, Liu YT, Zhu L. Optimization of fermentation conditions and purification of cordycepin from. Prep Biochem Biotechnol, 2014, 44(1): 90–106.

[27] Shih IL, Tsai KL, Hsieh C. Effects of culture conditions on the mycelial growth and bioactive metabolite production in submerged culture ofBiochem Eng J, 2007, 33(3): 193–201.

[28] Leung PH, Wu JY. Effects of ammonium feeding on the production of bioactive metabolites (cordycepin and exopolysaccharides) in mycelial culture of afungus. J Appl Microbiol, 2007, 103(5): 1942–1949.

[29] Das SK, Masuda M, Hatashita M, et al. Optimization of culture medium for cordycepin production usingmutant obtained by ion beam irradiation. Process Biochem, 2010, 45(1): 129–132.

[30] Gu YX, Wang ZS, Li SX, et al. Effect of multiple factors on accumulation of nucleosides and bases in. Food Chem, 2007, 102(4): 1304–1309.

[31] Chen L. Biological characteristics and fermentation research of[D]. Beijing: Peking Union Medical College, 2009. 陳磊. 蛹蟲草()生物學特性及發酵研究[D]. 北京: 北京協和醫學院, 2009.

[32] Raethong N, Wang H, Nielsen J, et al. Optimizing cultivation offor fast growth and cordycepin overproduction using rational design of synthetic media. Comput Struct Biotechnol J, 2020, 18: 1–8.

[33] Masuda M, Urabe E, Honda H, et al. Enhanced production of cordycepin by surface culture using the medicinal mushroom. Enzyme Microb Technol, 2007, 40(5): 1199–1205.

[34] Sari N, Suparmin A, Kato T, et al. Improved cordycepin production in a liquid surface culture ofisolated from wild strain. Biotechnol Bioproc Eng, 2016, 21(5): 595–600.

[35] Kang C, Wen TC, Kang JC, et al. Effects of additives and different culture conditions on cordycepin production by the medicinal fungus. Mycosystema, 2012, 31(3): 389–397 (in Chinese). 康超, 文庭池, 康冀川, 等. 不同培養條件和前體對蛹蟲草液體發酵產蟲草素的影響. 菌物學報, 2012, 31(3): 389–397.

[36] Li Z, Yu JP, Liang ZQ, et al. Effect of precursor and fungal elicitor on cordycepin production. Food Sci, 2008, 29(6): 273–275 (in Chinese). 李祝, 郁建平, 梁宗琦, 等. 前體物質與真菌激發子對蟲草菌素產量的影響. 食品科學, 2008, 29(6): 273–275.

[37] Fan DD, Wang W, Zhong JJ. Enhancement of cordycepin production in submerged cultures ofby addition of ferrous sulfate. Biochem Eng J, 2012, 60: 30–35.

[38] Hung YP, Wang JJ, Wei BL, et al. Effect of the salts of deep ocean water on the production of cordycepin and adenosine of-fermented product. AMB Expr, 2015, 5(1): 53–62.

[39] Zuo YM, Cheng XH, Zhu M, et al. Effect of zinc accumulation on cordycepin and adenosine content in mycelia of. J Fungal Res, 2013, 11(2): 124–128 (in Chinese). 左言美, 程顯好, 朱萌, 等. 鋅富集對蛹蟲草菌絲體內蟲草素、腺苷含量的影響. 菌物研究, 2013, 11(2): 124–128.

[40] Wongsa B, Raethong N, Chumnanpuen P, et al. Alternative metabolic routes in channeling xylose to cordycepin production ofidentified by comparative transcriptome analysis. Genomics, 2020, 112(1): 629–636.

[41] Mao XB, Zhong JJ. Significant effect of NH4+on cordycepin production by submerged cultivation of medicinal mushroom. Enzyme Microb Technol, 2006, 38(3/4): 343–350.

[42] Raethong N, Laoteng K, Vongsangnak W. Uncovering global metabolic response to cordycepin production inthrough transcriptome and genome-scale network-driven analysis. Sci Rep, 2018, 8: 9250.

[43] Oh J, Yoon DH, Shrestha B, et al. Metabolomic profiling reveals enrichment of cordycepin in senescence process offruit bodies. J Microbiol, 2019, 57(1): 54–63.

[44] Mao XB, Zhong JJ. Hyperproduction of cordycepin by two-stage dissolved oxygen control in submerged cultivation of medicinal mushroomin bioreactors. Biotechnol Prog, 2004, 20(5): 1408–1413.

[45] Xie CY, Liu GX, Gu ZX, et al. Effects of culture conditions on mycelium biomass and intracellular cordycepin production ofin natural medium. Ann Microbiol, 2009, 59: 293.

[46] Wan T, Du LX. Effect of precursor and fungal elicitor on cordycepin production. Mod Food Sci Technol, 2007, 23(9): 29–31 (in Chinese). 萬濤, 杜連祥. 培養條件對蛹蟲草液體培養生產蟲草素的影響. 現代食品科技, 2007, 23(9): 29–31.

[47] Zhong SM, Du M, Chen WB, et al. Liquid culture conditions for promoting cordycepin secreted frommycelia. Mycosystema, 2011, 30(2): 229–234 (in Chinese). 鐘思敏, 杜梅, 陳往濱, 等. 蛹蟲草菌絲產蟲草素液體培養條件的研究. 菌物學報, 2011, 30(2): 229–234.

[48] Dong JZ, Liu MR, Lei C, et al. Effects of selenium and light wavelengths on liquid culture oflink. Appl Biochem Biotechnol, 2012, 166(8): 2030–2036.

[49] Lin LT, Lai YJ, Wu SC, et al. Optimal conditions for cordycepin production in surface liquid-culturedtreated with porcine liver extracts for suppression of oral cancer. J Food Drug Anal, 2018, 26(1): 135–144.

[50] Yang T, Guo MM, Yang HJ, et al. The blue-light receptor CmWC-1 mediates fruit body development and secondary metabolism in. Appl Microbiol Biotechnol, 2016, 100(2): 743–755.

[51] Suparmin A, Kato T, Dohra H, et al. Insight into cordycepin biosynthesis of: Comparison between a liquid surface culture and a submerged culture through transcriptomic analysis. PLoS ONE, 2017, 12(11): e0187052.

[52] Masuda M, Urabe E, Sakurai A, et al. Production of cordycepin by surface culture using the medicinal mushroom. Enzyme Microb Technol, 2006, 39(4): 641–646.

[53] Ling JY, Sun YJ, Lv P. Capillary zone electrophoresis determination of cordycepin inspp. extracted by using ultrasonic. Mycosystema, 2002, 21(3): 394–399 (in Chinese). 凌建亞, 孫迎節, 呂鵬. 蟲草屬真菌中蟲草素的超聲波提取及其毛細管電泳測定. 菌物系統, 2002, 21(3): 394–399.

[54] Wang HJ, Pan MC, Chang CK, et al. Optimization of ultrasonic-assisted extraction of cordycepin fromusing orthogonal experimental design. Molecules, 2014, 19(12): 20808–20820.

[55] Xia M, Wen L. Study on extraction of cordycepin with microwave. Food Sci, 2006, 27(10): 248–251 (in Chinese). 夏敏, 溫魯. 微波法提取蟲草素研究. 食品科學, 2006, 27(10): 248–251.

[56] Ling JY, Zhang GY, Lin JQ, et al. Supercritical fluid extraction of cordycepin and adenosine fromand purification by high-speed counter-current chromatography. Sep Purif Technol, 2009, 66(3): 625–629.

[57] Xie HC, Liang Y, Lao DQ, et al. Preparative separation of high-purity cordycepin from(L.) link by high-speed countercurrent chromatography. J Liq Chromatogr Relat Technol, 2011, 34(7): 491–499.

[58] Masuda M, Hatashita M, Fujihara S, et al. Simple and efficient isolation of cordycepin from culture broth of amutant. J Biosci Bioeng, 2015, 120(6): 732–735.

[59] Li CZ, Mao N. Purification of cordycepin from medium residues by macroporous resin. Chin Biotechnol, 2014, 34(1): 90–94 (in Chinese). 李從鎮, 毛寧. 大孔吸附樹脂分離純化培養基殘基中蟲草素. 中國生物工程雜志, 2014, 34(1): 90–94.

[60] Ni H, Zhou XH, Li HH, et al. Column chromatographic extraction and preparation of cordycepin fromwaster medium. J Chromatogr B, 2009, 877(22): 2135–2141.

[61] Zhang Z, Tudi T, Liu YF, et al. Preparative isolation of cordycepin, N6-(2-hydroxyethyl)-adenosine and adenosine fromby macroporous resin and purification by recycling high-speed counter- current chromatography. J Chromatogr B, 2016, 1033–1034: 218–225.

[62] Guan HQ, Li HY, Li Q, et al. Efficient production of cordycepin during submerged liquid fermentation bycoupled with macroporous resin adsorption. CIESC J, 2019, 70(7): 2675–2683 (in Chinese).關海晴, 李鴻宇, 李倩, 等. 蛹蟲草菌深層液體發酵耦合大孔樹脂吸附高效生產蟲草素. 化工學報, 2019, 70(7): 2675–2683.

[63] Zhang YQ, Wan JF, Cao XJ. Synthesis of surface molecularly imprinting polymers for cordycepin and its application in separating cordycepin. Process Biochem, 2016, 51(4): 517–527.

[64] Zheng P, Xia YL, Xiao GH, et al. Genome sequence of the insect pathogenic fungus, a valued traditional Chinese medicine. Genome Biol, 2012, 12(11): R116.

[65] Kredich NM, Guarino AJ. Studies on the biosynthesis of cordycepin. Biochim Biophys Acta, 1961, 47(3): 529–534.

[66] Suhadolnik RJ, Cory JG. Further evidence for the biosynthesis of cordycepin and proof of the structure of 3-deoxyribose. Biochim Biophys Acta, 1964, 91: 661–662.

[67] Chassy BM, Suhadolnik RJ. Nucleoside antibiotics IV. Metabolic fate of adenosine and cordycepin byduring cordycepin biosynthesis. Biochim Biophys Acta, 1969, 182(2): 307–315.

[68] Lennon MB, Suhadolnik RJ. Biosynthesis of 3'-deoxyadenosine by: mechanism of reduction. Biochim Biophys Acta, 1976, 425(4): 532–536.

[69] Lin S, Zhou CB, Zhang HC, et al. Expression, purification and characterization of 5′-nucleotidase from caterpillar fungus by efficient genome-mining. Protein Expres Purif, 2020, 168: 105566.

[70] Shi LC, He L, Sun WJ, et al. Transcriptome analysis of thefruiting body reveals putative genes involved in fruiting body development and cordycepin biosynthesis. Genomics, 2014, 103(1): 154–159.

[71] Liu TF, Liu ZY, Yao XY, et al. Identification of cordycepin biosynthesis-related genes through de novo transcriptome assembly and analysis in. Roy Soc Open Sci, 2018, 5(12): 181247.

[72] Kato T, Ahmad S, Park EY. Functional analysis of ribonucleotide reductase fromexpressed in. Appl Biochem Biotechnol, 2017, 182(4): 1307–1317.

[73] Wellham PAD, Kim DH, Brock M, et al. Coupled biosynthesis of cordycepin and pentostatin in: implications for fungal biology and medicinal natural products. Ann Transl Med, 2019, 7(S3): S85.

[74] Paterson RRM.–a traditional Chinese medicine and another fungal therapeutic biofactory? Phytochemistry, 2008, 69(7): 1469–1495.

[75] Das SK, Masuda M, Sakurai A, et al. Medicinal uses of the mushroom: current state and prospects. Fitoterapia, 2010, 81(8): 961–968.

[76] Kunhorm P, Chaicharoenaudomrung N, Noisa P. Enrichment of cordycepin for cosmeceutical applications: culture systems and strategies. Appl Microbiol Biotechnol, 2019, 103(4): 1681–1691.

[77] Xiong CH, Xia YL, Zheng P, et al. Developmental stage-specific gene expression profiling for a medicinal fungus. Mycology, 2010, 1(1): 25–66.

[78] Yin J, Xin XD, Weng YJ, et al. Transcriptome-wide analysis reveals the progress ofsubculture degeneration. PLoS ONE, 2017, 12(10): e0186279.

[79] Wang F, Liu Q, Zhang JJ, et al. Comparative transcriptome analysis between a spontaneous albino mutant and its sibling strain ofin response to light stress. Front Microbiol, 2018, 9: 1237.

[80] Zheng ZL, Huang CH, Cao L, et al.-mediated transformation as a tool for insertional mutagenesis in medicinal fungus. Fungal Biol, 2011, 115(3): 265–274.

[81] Zhang M, Shan YL, Gao HT, et al. Expression of a recombinant hybrid antimicrobial peptide magainin II-cecropin B in the mycelium of the medicinal fungusand its validation in mice. Microb Cell Fact, 2018, 17: 18.

[82] Lou HW, Ye ZW, Yun F, et al. Targeted gene deletion inusing the split-marker approach. Mol Biotechnol, 2018, 60(5): 380–385.

[83] Chen BX, Wei T, Ye ZW, et al. Efficient CRISPR-Cas9 gene disruption system in edible-medicinal mushroom. Front Microbiol, 2018, 9: 1157.

[84] Paddon CJ, Westfall PJ, Pitera DJ, et al. High-level semi-synthetic production of the potent antimalarial artemisinin. Nature, 2013, 496(7446): 528–532.

[85] Galanie S, Thodey K, Trenchard IJ, et al. Complete biosynthesis of opioids in yeast. Science, 2015, 349(6252): 1095–1100.

[86] Yan X, Fan Y, Wei W, et al. Production of bioactive ginsenoside compound K in metabolically engineered yeast. Cell Res, 2014, 24(6): 770–773.

Advances in biosynthesis of cordycepin from

Xingyue Zhao1, Qian Li2, Wenjing Liu1, Haiqing Guan1, Cheng Li1, Jihui Wang1,3, and Liang Wang1

1,,116034,,2,,116622,,3,,523808,,

Cordycepin as the main active ingredient of, a traditional medicinal fungus in China, has many physiological functions such as anti-cancer, anti-tumor and anti-virus activity. The most potential route for effective cordycepin production has been considered as liquid fermentation ofthough with low productivity at present. Thus, it is urgent to apply both process engineering strategy and metabolic engineering strategy to enhance the productivity of cordycepin. In this review, the effects of medium components (i.e. the carbon/nitrogen source, precursor substances and metal ions) and operation factors (i.e. pH, dissolved oxygen and light) on cordycepin biosynthesis in liquid fermentation system are summarized. Besides, separation of cordycepin, the gene cluster involved and predicted biosynthesis pathways of cordycepin are also discussed, providing possible solutions of finally realizing efficient production of cordycepin.

cordycepin,, liquid fermentation, biosynthesis pathway, efficient production

10.13345/j.cjb.190500

November 11, 2019;

March 3, 2020

Supported by:National Key Research and Development Program of China (No. 2018YFC1406800), Science and Technology Innovation Foundation of Dalian, China (No. 2019J12SN59), Natural Science Foundation of Liaoning, China (No. 2019-ZD-0575), Science Research Foundation of Educational Department of Liaoning Province, China (No. J2020102).

Liang Wang. Tel: +86-411-86324050; Fax: +86-411-86323646; E-mail: wangliang@dlpu.edu.cn

Jihui Wang. Tel: +86-411-86324050; Fax: +86-411-86323646; E-mail: wangjh@dlpu.edu.cn

國家重點研發計劃 (No. 2018YFC1406800)，大連市科技創新基金 (No. 2019J12SN59)，遼寧省自然科學基金 (No. 2019-ZD-0575)，遼寧省教育廳科研項目 (No. J2020102) 資助。

趙星月, 李倩, 劉文靜, 等. 蛹蟲草菌生物合成蟲草素的研究進展. 生物工程學報, 2020, 36(7): 1293–1304.

Zhao XY, Li Q, Liu WJ, et al. Advances in biosynthesis of cordycepin from. Chin J Biotech, 2020, 36(7): 1293–1304.

(本文責編 郝麗芳)