殼寡糖對三氧化二砷致大鼠肝細胞毒性的保護作用

鄭雯靜，楊靖亞，劉克海

殼寡糖對三氧化二砷致大鼠肝細胞毒性的保護作用

鄭雯靜，楊靖亞*，劉克海

(上海海洋大學食品學院，上海 201306)

為研究殼寡糖（COS）對三氧化二砷（ATO）致大鼠正常肝細胞（BRL-3A）毒性的保護作用，測定三氧化二砷和殼寡糖對BRL-3A細胞的增殖抑制率、三氧化二砷誘導殼寡糖預處理BRL-3A細胞的細胞存活率、細胞內乳酸脫氫酶（LDH）水平、丙二醛（MDA）、谷胱甘肽S-轉移酶（GST）、超氧化物歧化酶（SOD）、過氧化氫酶（CAT）和線粒體膜電位（MMP）的變化。結果表明，三氧化二砷對BRL-3A細胞的半數抑制濃度（IC50）為19.8 μmol·L-1，殼寡糖濃度低于230 μmol·L-1時對細胞并未產生損傷。殼寡糖預處理BRL-3A細胞24 h，三氧化二砷再處理細胞24 h，通過檢測以上指標表明殼寡糖預處理能夠降低LDH水平至176.23% ± 5.87%，從而降低三氧化二砷引起的細胞毒性；殼寡糖可顯著抑制三氧化二砷引起的脂質過氧化對機體造成的損傷作用，MDA相對釋放含量降低至191.91%± 2.89%；殼寡糖顯著提高了抗氧化酶GST、SOD和CAT的活性，分別提高至86.20% ± 1.41%、90.09% ± 1.33%和61.29% ± 0.21%，提高細胞的抗氧化能力，降低三氧化二砷引起的細胞氧化應激損傷；殼寡糖預處理可減緩三氧化二砷引起的線粒體膜電位的降低，降低三氧化二砷對細胞的線粒體產生的傷害。殼寡糖對三氧化二砷引起的大鼠肝細胞的細胞毒性損傷起到了有效地保護作用。

殼寡糖；三氧化二砷；細胞毒性；氧化損傷；保護作用

殼寡糖（Chitosan oligosaccharide，COS）是殼聚糖的降解后的產物，又名β-1，4-寡糖-葡萄糖胺，是不同寡糖的混合物[1]。COS因具有強于殼聚糖的溶解性、抗氧化性和免疫作用等而受到廣泛關注。COS的抗氧化活性在體內外得到證實，COS可逆轉LPS誘導的GSH活性、降低CAT活性和升高MDA水平[2]。

砷是土壤和水中的天然成分，是眾所周知的人類致癌物[3]。長期燃燒含砷的煤取暖或者飲用含砷的水源，是生活中導致砷中毒的主要原因[4]。三氧化二砷是劇毒藥品，因其安全劑量到中毒劑量之間的劑量差值較小，導致作為藥物時會產生較多不良反應，大大限制了其臨床應用[5]。

氧化應激是因氧化作用和抗氧化作用失去平衡導致生化生理發生異常。砷中毒的作用機制包括氧化還原代謝失衡。砷作用后產生過量的氧化物引起抗氧化酶（GST、SOD和CAT等）活力降低[6]。有研究表明，ATO誘導的細胞凋亡與活性氧和氧化損傷有關[7]。氧化應激對人體造成很多損傷，這和很多疾病都有很大的關系[8-10]。有研究表明, COS有很好的抗氧化能力[11-13]。通過利用抗氧化劑降低活性氧和氧化損傷，為減輕ATO的毒副作用提供了很大的可能性。

本試驗以大鼠正常肝細胞（BRL-3A）作為研究對象，研究ATO對BRL-3A細胞毒性作用和COS對ATO致BRL-3A細胞毒性的保護作用并探討其可能的作用機制。

1 材料與方法

1.1 材料

BRL-3A細胞購買于中國科學院上海生命科學研究院細胞庫；胎牛血清、噻唑藍（MTT）購于上海仕寰生物科技有限公司；DMEM高糖培養基購于美國Hyclone公司；PBS緩沖液、100×青霉素-鏈霉素溶液購于生工生物工程（上海）股份有限公司。Western及IP細胞裂解、乳酸脫氫酶（LDH）、丙二醛（MDA）、線粒體膜電位（MMP）購于碧云天生物技術。谷胱甘肽S轉移酶（GST）、超氧化物歧化酶（SOD）和過氧化氫酶（CAT）購于南京建成生物工程研究所。

二氧化碳培養箱，賽默飛世爾科技有限公司；超凈工作臺，蘇州凈化設備有限公司；CT14RD離心機，上海天美生化儀器設備工程有限公司；SYNERGY2酶標儀，美國伯騰儀器有限公司；AE31倒置生物顯微鏡，麥克奧迪實業集團有限公司；HH-S11-2-S恒溫水浴鍋，上海新苗醫療器械制造有限公司。

1.2 方法

1.2.1 細胞培養 BRL-3A細胞用DMEM高糖培養基（10%胎牛血清、1%青霉素和1%鏈霉素）培養于5% CO2、37 ℃的恒溫恒濕培養箱中，細胞長滿培養皿底部后篩選出生長至80%左右狀態良好的細胞，用0.25%胰蛋白酶進行細胞消化，一部分細胞用于后續實驗，剩余細胞傳代培養。

1.2.2 MTT法測定BRL-3A細胞增殖抑制率 細胞培養操作如1.2.1，細胞于DMEM培養基（5%胎牛血清（體積分數，下同））中吹至均勻單細胞懸液，取密度為每孔5′103個的細胞懸液于96孔板內培養24 h。棄培養基后加入含不同濃度的ATO（0、0.8、4、20、100和500 μmol·L-1）或COS（0、7.812 5、31.25、125、500和2 000 μmol·L-1）培養基培養24 h后，每孔加10 μL MTT溶液，混勻后避光繼續培養4 h，棄去96孔板中的液體，加150 μL DMSO于96孔板，在微型振蕩器上充分震蕩10 min，酶標儀檢測吸收光（檢測波長：570 nm；參考波長：655 nm）。

式（1）中：為ATO/COS處理組吸光度；為培養基組吸光度；為無藥物處理組吸光度。

1.2.3MTT法測定ATO誘導COS預處理的BRL-3A細胞的細胞存活率細胞鋪板操作如1.2.2。培養24 h棄培養基后加入含不同濃度COS（0、25、50、100和200 μmol·L-1）的培養基培養24 h，棄培養基再加入含不同濃度的ATO（0、5、10和 20 μmol·L-1）的培養基繼續培養24 h后，每孔加10 μL MTT，輕輕拍打混勻避光繼續培養4 h，棄去96孔板中的液體，每孔加150 μL DMSO，在微型振蕩器上充分震蕩10 min，酶標儀檢測吸收光（檢測波長為570 nm，參考波長為655 nm）。

式（2）中：為COS預處理ATO再處理組吸光度；為培養基組吸光度；為無藥物處理組吸光度。

1.2.4 LDH法測定細胞毒性細胞鋪板操作如1.2.3。培養24 h棄培養基后加入含不同濃度COS（0、100和200 μmol·L-1）的培養基繼續培養24 h后，棄去培養基再加入含不同濃度ATO（0、5和10 μmol·L-1）的培養基繼續培養24 h，于結束培養前1 h取出96孔板并向最大酶活性對照孔中加入100 μL（1′）釋放劑，輕晃使其與細胞充分接觸繼續孵育1 h。結束培養后，根據乳酸脫氫酶（LDH）細胞毒性檢測試劑盒的說明書進行操作。

1.2.5 細胞內氧化還原指標的測定 （1）待測蛋白樣品的制備及蛋白濃度測定。取密度為每皿1′106個的細胞于10 cm細胞培養皿中培養24 h，棄培養基后加入含不同濃度COS（0、100和200 μmol·L-1）的培養基繼續培養24 h后，棄培養基再加入含不同濃度ATO（0、5和10 μmol·L-1）的培養基繼續培養24 h，結束培養后在冰上進行操作，根據Western及IP細胞裂解液說明書進行操作，–80℃保存備用。使用考馬斯亮藍法檢測蛋白濃度。

（2）細胞內氧化還原指標的測定。根據MDA檢測試劑盒、GST活性檢測試劑盒、SOD活性檢測試劑盒和CAT活性檢測試劑盒的說明書進行操作。

1.2.6 JC-1檢測細胞中線粒體膜電位（MMP）的變化 取細胞接種于6孔板，密度為1′105個·mL-1，每孔2 mL。培養24 h后棄去培養基加入含不同濃度COS（0、100和200 μmol·L-1）的培養基培養24 h后，棄去培養基再用加入含有不同濃度ATO（0、5和10 μmol·L-1）的培養基繼續培養24 h后。按照線粒體膜電位說明書進行操作。

1.2.7 COS預處理對ATO誘導的BRL-3A細胞形態的影響細胞鋪板和分組如1.2.6。實驗結束后，于倒置顯微鏡下對各組細胞進行拍照。

1.3 數據處理與統計

數據均表示為“平均值±標準差（Mean ± SD）”；顯著性分析采用SPSS統計分析軟件進行方差分析。< 0.05表明結果有顯著性差異。

2 結果與分析

2.1 ATO對BRL-3A細胞的半數抑制率（IC50）及COS對BRL-3A細胞的無損害作用濃度

ATO的濃度處于0.8 ～ 500 μmol·L-1范圍時顯著提高BRL-3A細胞的增殖抑制率并表現出良好的劑量-效應關系（表1），由改良寇氏法計算得到三氧化二砷對BRL-3A細胞的半數抑制濃度（IC50）為19.8 μmol·L-1。COS的濃度低于230 μmol·L-1時對細胞增殖無明顯抑制作用，而當COS的濃度高于230 μmol·L-1時對細胞的增殖出現抑制作用，具體見表1。

2.2 COS對ATO誘導BRL-3A細胞存活率降低的影響

如圖1所示，低濃度的COS（25、50、100和200 μmol·L-1）單獨作用于BRL-3A細胞時，對細胞的存活率無顯著影響。ATO單獨處理組從5 μmol·L-1濃度開始顯著降低細胞存活率。當COS預處理細胞時，升高細胞存活率最佳的是200 μmol·L-1COS處理組，可將5、10和20 μmol·L-1ATO單獨處理的細胞存活率由73.76%±1.08%、63.68%±1.02%、12.68%±1.02%分別顯著提高到83.98%±1.08%、84.54%±1.02%和38.39%±6.31%。因此，COS預處理BRL-3A細胞24 h后，可以減輕ATO對BRL-3A細胞產生的毒性作用。

表1 ATO/COS作用于BRL-3A細胞24 h對細胞增殖抑制率的影響

“*”表示ATO濃度相同時，COS預處理組與無COS處理組相比差異顯著，P < 0.05；“#”表示COS預處理濃度相同時，ATO處理組與無ATO處理組相比差異顯著，P < 0.05。

Figure 1 Effect of COS pretreatment on BRL-3A cells viability induced by ATO

2.3 COS預處理對細胞內LDH水平的影響

如圖2所示，COS單獨處理組與對照組相比細胞釋放LDH水平無明顯差異，而ATO（5 和10 μmol·L-1）單獨處理細胞24 h后顯著提高細胞釋放LDH水平，分別提高至129.06%±7.47%和228.30%±18.68%。COS預處理BRL-3A細胞24 h后ATO再處理24 h，顯著降低細胞釋放的LDH水平。當100 μmol·L-1COS預處理時，細胞釋放的LDH水平分別顯著降低至109.43% ± 1.00%（5 μmol·L-1ATO）和174.34% ± 1.50%（10 μmol·L-1ATO）。當200 μmol·L-1COS預處理時，細胞釋放的LDH水平分別顯著降低至109.06% ± 0.53%（5 μmol·L-1ATO）和176.23% ± 5.87%（10 μmol·L-1ATO）。COS預處理效果均較好，均降低了ATO引起的LDH水平升高。說明COS可降低ATO引起的LDH水平升高從而對ATO致細胞毒性產生保護作用。

不同字母表示差異顯著，P < 0.05。下同。

Figure 2 Effect of COS pretreatment on the release of LDH of BRL-3A cells induced by ATO

圖3 COS預處理對ATO引起的BRL-3A細胞內脂質過氧化的影響

Figure 3 Effect of COS pretreatment on ATO-induced lipid peroxidation in BRL-3A cells

2.4 COS預處理對細胞內MDA含量的影響

如圖3所示，COS單獨處理組與對照組相比MDA含量無顯著性差異，而ATO（5 和10 μmol·L-1）單獨處理細胞后細胞內的MDA相對含量顯著升高，其含量分別為180.09%±10.05%和302.61%± 11.98%。當100 μmol·L-1COS預處理時，細胞內的MDA相對含量顯著降低，可將MDA含量由180.09%±10.05%降低到146.51%±7.36%，將302.61%±11.98%降低到214.06%±8.77%。當200 μmol·L-1COS預處理時，可將MDA含量由180.09%±10.05%降低到145.08%±7.11%，由302.61%±11.98%降低到191.91%±2.89%。說明COS可抑制ATO引起的脂質過氧化對BRL-3A細胞產生的損傷，從而達到保護作用。

2.5 COS預處理對細胞內氧化還原平衡的影響

如圖4所示，COS單獨處理組與對照組相比抗氧化體系無顯著性差異，而ATO（5 和10 μmol·L-1）單獨處理細胞后可顯著降低細胞內的GST、SOD和CAT的活性。ATO（5 和10 μmol·L-1）單獨處理時細胞內GST相對活性分別為71.06%±1.32%、55.06%±1.88%。當100 μmol·L-1COS預處理時，細胞內的GST相對活性顯著升高至69.38%±1.66%（10 μmol·L-1ATO）。當200 μmol·L-1COS預處理時，細胞內的GST相對活性分別顯著升高至85.32%± 1.66%（5 μmol·L-1ATO）和86.20%±1.41%（10 μmol·L-1ATO）（圖4(a)）。當100 μmol·L-1COS預處理時，細胞內的SOD相對活性由75.11%±11.04%（5 μmol·L-1ATO）顯著升高至90.09%±1.33%。（圖4(b)）。ATO（5 μmol·L-1和10 μmol·L-1）單獨處理時細胞內CAT相對活性分別為51.44%±0.31%和51.94%± 0.27%。當100 μmol·L-1COS預處理時，細胞內的CAT相對活性分別顯著升高至61.58%±0.42%（5 μmol·L-1ATO）和57.95%±0.15%（10 μmol·L-1ATO）。當200 μmol·L-1COS預處理時，細胞內的CAT相對活性分別顯著升高至61.55%±0.33%（5 μmol·L-1ATO）和61.29% ± 0.21%（10 μmol·L-1ATO）（圖4(c)）。

COS處理組（100 和200 μmol·L-1）均可以提高ATO誘導的GST、SOD和CAT活性。由圖4可知，200 μmol·L-1COS預處理效果相對比較好。研究結果表明COS預處理可顯著增強抗氧化酶GST、SOD和CAT的活性和細胞抗氧化能力。COS對ATO引起的細胞氧化應激損傷起到了有效的保護作用，使細胞回歸于平衡的氧化還原狀態。

2.6 COS預處理對ATO引起的BRL-3A細胞線粒體膜電位變化的影響

如圖5所示，COS單獨處理組與對照組相比紅綠熒光強度比值無明顯差異，即線粒體膜電位不受殼寡糖影響。ATO（5 和10 μmol·L-1）單獨處理組使得紅綠熒光強度比值有顯著的降低，即線粒體膜電位下降。COS預處理后可顯著提高紅綠熒光強度比值，說明COS預處理可顯著提高ATO導致的MMP降低，從而降低ATO對線粒體產生的傷害。

2.7 COS預處理對ATO誘導的BRL-3A細胞形態的影響

如圖6所示，COS單獨處理組細胞的密度和細胞形態均正常，呈貼壁生長狀態、多邊形或梭形、細胞形態飽滿。ATO單獨處理時，隨著ATO濃度升高而細胞密度降低，且呈橢圓形的細胞量增多。當100 μmol·L-1COS和200 μmol·L-1COS預處理時，能夠有效減輕ATO導致的細胞密度下降并改善細胞的形態。

圖4 COS預處理對BRL-3A細胞內抗氧化體系的影響

Figure 4 Effect of COS pretreatment on antioxidant system in BRL-3A cells

圖5 COS預處理對ATO引起BRL-3A細胞內線粒體膜電位變化的影響

Figure 5 Effect of COS pretreatment on changes of mitochondrial membrane potential induced by ATO in BRL-3A cells

圖6 COS預處理對ATO誘導的BRL-3A細胞形態的影響

Figure 6 Effect of COS pretreatment on changes of morphological induced by ATO in BRL-3A cells

3 討論與結論

研究殼寡糖對三氧化二砷致BRL-3A細胞毒性的保護作用并探討其機制。BRL-3A細胞產生的氧化應激反應引起細胞凋亡，這可能是導致三氧化二砷對BRL-3A細胞產生毒性的重要原因。殼寡糖可以通過平衡細胞原有的抗氧化防御體系來降低細胞死亡率，從而顯著地降低三氧化二砷產生的毒性，這可能與提高細胞內抗氧化酶活性和降低脂質過氧化有關。

乳酸脫氫酶釋放被看作一種細胞膜體系完整性的重要指標，正常生理條件下，LDH是存在于胞漿內不能穿過細胞膜；當細胞發生凋亡或壞死時，細胞漿內的LDH釋放到培養基里，導致產生細胞毒性[14]。本實驗結果表明，100和200 μmol·L-1殼寡糖預處理可降低三氧化二砷引起的細胞LDH水平的升高，說明殼寡糖能降低三氧化二砷引起的LDH釋放。丙二醛(MDA)是脂質過氧化的最終產物，當細胞發生氧化應激而產生脂質氧化時，MDA水平便會升高，MDA被廣泛用作氧化應激的標志[13, 15]。本試驗結果表明，100和200 μmol·L-1殼寡糖預處理可降低三氧化二砷引起的脂質氧化產生的MDA的水平升高，說明殼寡糖能有效抑制三氧化二砷引起脂質過氧化對機體造成的損害作用。氧化應激是由過多的氧化自由基引起的，這些自由基直接與生物分子反應，破壞脂質、蛋白質、DNA及細胞結構和功能，導致細胞或器官損傷[16-17]。當細胞受損時，原本穩定的氧化還原體系就會發生改變。超氧化物歧化酶、過氧化氫酶和谷胱甘肽S轉移酶是細胞內重要的抗氧化酶類[18]。100和200 μmol·L-1殼寡糖預處理均可以升高三氧化二砷誘導的GST、SOD和CAT活性。殼寡糖預處理能顯著提高抗氧化酶GST、SOD和CAT的活性從而提高細胞的抗氧化能力。在一定程度上，殼寡糖對三氧化二砷引起的細胞氧化應激損傷起到了有效的保護作用并使細胞處于平衡的氧化還原狀態。結果表明：100和200 μmol·L-1的殼寡糖對5和10 μmol·L-1三氧化二砷引起的BRL-3A細胞毒性有顯著的保護作用。線粒體膜通透性的轉變是細胞凋亡的早期跡象。凋亡中的線粒體功能障礙與線粒體膜對大分子(包括與凋亡過程相關的離子)的特殊通透性有關。線粒體膜電位下降表明細胞凋亡可以通過一種獨特的熒光陽離子染料JC-1來檢測[19]。殼寡糖預處理可顯著升高三氧化二砷引起的線粒體膜電位的降低，從而減輕三氧化二砷對線粒體造成的傷害，降低細胞凋亡率。殼寡糖預處理能夠有效減輕三氧化二砷導致的細胞密度下降并改善細胞形態。

綜上所述，殼寡糖能夠顯著減輕三氧化二砷對大鼠肝細胞造成的細胞毒性，這可能與殼寡糖提高細胞本身抗氧化能力有關。本研究對于殼寡糖和三氧化二砷聯合使用以減輕三氧化二砷的毒性提供了依據，具有一定的理論價值和實際意義。

[1] FANG I M, YANG C M, YANG C H. Chitosan oligosaccharides prevented retinal ischemia and reperfusion injury via reduced oxidative stress and inflammation in rats[J]. Exp Eye Res, 2015, 130: 38-50.

[2] LI X C, DING X M, PENG X, et al. Effect of chitosan oligosaccharides on antioxidant function, lymphocyte cycle and apoptosis in ileum mucosa of broiler[J]. Kafkas Universitesi Veteriner Fakultesi Dergisi, 2017, 23(4): 571-577.

[3] WANG Z X, JIANG C S, LIU L, et al. The role of Akt on arsenic trioxide suppression of 3T3-L1 preadipocyte differentiation[J]. Cell Res, 2005, 15(5): 379-386.

[4] 王晨璐. 砷暴露致肝纖維化系統評價及差異蛋白組學分析[D]. 烏魯木齊: 新疆醫科大學, 2017.

[5] 劉建群, 彭財英, 舒積成, 等. 南天竹提取物對三氧化二砷致肝毒性的保護作用[J].時珍國醫國藥, 2015, 26(4): 772-773.

[6] 張愛君. 砷中毒對抗氧化酶系統的影響[J].中國地方病防治雜志, 2014, 29(1): 21-24.

[7] CHEN C, JIANG X, LAI Y, et al. Resveratrol protects against arsenic trioxide-induced oxidative damage through maintenance of glutathione homeostasis and inhibition of apoptotic progression[J]. Environ Mol Mutagen, 2015, 56(3): 333-346.

[8] JOMOVA K, VALKO M. Advances in metal-induced oxidative stress and human disease[J]. Toxicology, 2011, 283(2/3): 65-87.

[9] LI L, LI W, JUNG S W, et al. Protective effects of decursin and decursinol angelate against amyloid β-protein-induced oxidative stress in the PC12 cell line: the role of Nrf2 and antioxidant enzymes[J]. Biosci Biotechnol Biochem, 2011, 75(3): 434-442.

[10] LEE S, PARK Y, ZUIDEMA M Y, et al. Effects of interventions on oxidative stress and inflammation of cardiovascular diseases[J]. World J Cardiol, 2011, 3(1): 18-24.

[11] LIU H T, LI W M, XU G, et al. Chitosan oligosaccharides attenuate hydrogen peroxide-induced stress injury in human umbilical vein endothelial cells[J]. Pharmacol Res, 2009, 59(3): 167-175.

[12] XU Q, MA P, YU W, et al. Chitooligosaccharides protect human embryonic hepatocytes against oxidative stress induced by hydrogen peroxide[J]. Mar Biotechnol（NY）, 2010, 12(3): 292-298.

[13] QIAO Y, BAI X F, DU Y G. Chitosan oligosaccharides protect mice from LPS challenge by attenuation of inflammation and oxidative stress[J]. Int Immunopharmacol, 2011, 11(1): 121-127.

[14] DAI X, CHANG P, ZHU Q, et al. Chitosan oligosaccharides protect rat primary hippocampal neurons from oligomeric β-amyloid 1-42-induced neurotoxicity[J]. Neurosci Lett, 2013, 554: 64-69.

[15] LAN R X, LI S Q, CHANG Q Q, et al. Chitosan oligosaccharides protect sprague dawley rats from cyclic heat stress by attenuation of oxidative and inflammation stress[J]. Animals (Basel), 2019, 9(12): E1074.

[16] LAN R X, CHANG Q Q, AN L L, et al. Dietary supplementation with chitosan oligosaccharides alleviates oxidative stress in rats challenged with hydrogen peroxide[J]. Animals (Basel), 2019, 10(1): E55.

[17] SNEZHKINA A V, KUDRYAVTSEVA A V, KARDYMON O L, et al. ROS generation and antioxidant defense systems in normal and malignant cells[J]. Oxid Med Cell Longev, 2019, 2019: 6175804.

[18] Lü J M, LIN P H, YAO Q, et al. Chemical and molecular mechanisms of antioxidants: experimental approaches and model systems[J]. J Cell Mol Med, 2010, 14(4): 840-860.

[19] SALIDO M, GONZALEZ J L, VILCHES J. Loss of mitochondrial membrane potential is inhibited by bombesin in etoposide-induced apoptosis in PC-3 prostate carcinoma cells[J]. Mol Cancer Ther, 2007, 6(4): 1292-1299.

Protective effect of chitosan oligosaccharide against the toxicity of arsenic trioxide toward Buffalo rat liver cells

ZHENG Wenjing, YANG Jingya, LIU Kehai

(College of Food Sciences & Technology, Shanghai Ocean University, Shanghai 201306)

To study the protective effect of chitosan oligosaccharide (COS) against the toxicity of arsenic trioxide (ATO) toward normal Buffalo rat liver cells (BRL-3A), we determined the proliferation inhibition rate of BRL-3A cells induced by arsenic trioxide and chitosan oligosaccharide, cell survival rate of BRL-3A cells pretreated with chitosan oligosaccharides induced by arsenic trioxide, lactate dehydrogenase (LDH) release, malondialdehyde (MDA) assay, glutathione s-transferase (GST) activity, superoxide dismutase (SOD) activity, catalase (CAT) activity and mitochondrial membrane potential (MMP). The results showed that the IC50of ATO to BRL-3A cells was 19.8 μmol·L-1, while COS did not cause damage when it was below 230 μmol·L-1. BRL-3A cells were pretreated with COS for 24 h, and then ATO was applied to the cells for another 24 h. Through the detection of LDH, MDA, GST, SOD, CAT and MMP, COS pretreatment could reduce the level of LDH release to 176.23% ± 5.87% induced by ATO, thus reduced the cytotoxicity induced by ATO; COS could effectively inhibit the damage caused by ATO-induced lipid peroxidation, and relative release content of MDA decreased to 191.91% ± 2.89%; COS could significantly increase the activities of antioxidant enzymes GST, SOD and CAT, increased to 86.20% ±1.41%, 90.09% ±1.33% and 61.29% ±0.21%, respectively, improve the antioxidant capacity and defense ability of cells, and reduce the oxidative stress damage induced by ATO; COS pretreatment could inhibit the decrease of mitochondrial membrane potential induced by ATO and reduce the damage of ATO to mitochondria; COS pretreatment could retard the decrease of mitochondrial membrane potential induced by arsenic trioxide and reduce the mitochondrial damage caused by arsenic trioxide. Therefore, chitosan oligosaccharide has a certain protective effect on the toxic damage of BRL-3A induced by arsenic trioxide.

chitosan oligosaccharide; arsenic trioxide; cytotoxicity; oxidative damage; protective effect

S865.127

A

1672-352X (2021)03-0412-06

10.13610/j.cnki.1672-352x.20210706.021

2021-7-7 10:34:33

[URL] https://kns.cnki.net/kcms/detail/34.1162.S.20210706.1659.042.html

2020-08-15

國家自然科學基金( 81572989)資助。

鄭雯靜，碩士研究生。E-mail：zheng_wenjing@126.com

楊靖亞, 副教授。E-mail：jyyang@shou.cn