山西省玉米品種抗矮花葉病鑒定及蚜蟲傳播分析

楊 帆，謝咸升，張作剛

（1.山西農業大學 植物保護學院，山西 太谷 030801；2.山西農業大學 小麥研究所，山西 臨汾 041000）

近年來，玉米逐步取代小麥，成為了山西省產量最高的糧食作物，與此同時，制約山西省玉米產量的重要病害，玉米矮花葉病的發生趨勢也漸漸上升[1]。玉米矮花葉病是全球傳播最廣泛的玉米病毒病，我國最早于1968年在河南新鄉、安陽地區發現，此后逐年加重并向周圍蔓延，導致周邊多地矮花葉病大流行[2]。在20世紀初，抗矮花葉病自交系品種的種植與繁育受到重視，玉米矮花葉病情得到控制，發生較少[3]，但近期又出現逐年加重的跡象。

對于矮花葉病的研究主要分為病原鑒定、寄主鑒定及傳播途徑3個方面。1965年，WILLIAMS和ALEXANDER最早明確了矮花葉病主要是由玉米矮花葉病毒（maize dwarf mosaic virus，MDMV）引發的病害[4]。緊隨其后，MACKENZIE發現了能侵染約翰遜草的MDMV-B株系[5]。1988年，我國學者史春霖和徐紹華利用MACKENZIE的方法，以約翰遜草為鑒別寄主，確定了引起我國矮花葉病的主要病毒為B株系[6]。隨著DNA測序技術的普及，SHUKLA等[7]對比多個病毒的外殼蛋白基因序列，確定了MDMV-B株系應屬于甘蔗花葉病毒（Sugarcane mosaic virus，SCMV）。在此期間，玉米矮花葉病毒的傳播途徑研究也逐步豐富。1978年，甘肅省農科院通過對天玉一號玉米品種的種子進行檢測，證明矮花葉病毒可以貯藏在種子中越冬。馬鈴薯Y病毒屬（Potyvirus）成員通過蚜蟲以非持久方式傳播。楊士華等[8]對田間蚜蟲的動態變化進行長達3 a的監測，初步明確蚜蟲大面積發生與矮花葉病流行之間具有重要的因果聯系。楊俊偉等[9]、李向東等[10]綜合了我國常見傳播矮花葉病毒的蚜蟲，主要包括麥二叉蚜、苜蓿蚜、豌豆蚜、綿蚜、麥長管蚜、桃蚜、禾谷縊管蚜以及玉米蚜。而高文臣等[11]通過蚜蟲傳毒對比試驗，不僅發現田間一些常見的蚜蟲，如麥長管蚜等并不具備傳毒能力，還總結了幾種能高效傳播矮花葉病毒的蚜蟲。隨著蚜蟲傳毒能力的研究日漸透徹，不少學者開始著重研究蚜蟲獲取毒源的途徑。一些禾本科其他作物和雜草也可感染矮花葉病毒。一開始，僅有一些1年生雜草被鑒定可感染該病毒，隨著世界多地的學者研究雜草傳播特性，逐漸將一些龍爪茅屬、藎草屬、短柄草屬和假稻屬的部分多年生雜草也納入該病毒的侵染范圍[12-13]。許小潔等[14]根據我國田間常出現的15種雜草進行感染試驗，結果表明，狗尾草、馬唐、稗草3種雜草也可作為SCMV的初侵染源。目前，矮花葉病病原、蚜蟲傳播、種子傳播等各個單方面的研究較為豐富，但關于蚜蟲傳播效率與田間環境、播種時期之間聯系方面的研究還相對欠缺，且目前防治矮花葉病毒的主要方式著重于抗病品種的推廣[15]。

為進一步解釋蚜蟲在玉米矮花葉病流行中的重要性，豐富矮花葉病防治手段，確定蚜蟲傳播矮花葉病毒的影響，本研究通過結合傳統反轉錄（RT-PCR）與酶聯免疫吸附反應（Enzyme linked immunosorbent assay，ELISA）技術[16]，設計多種試驗探究影響玉米矮花葉病毒傳播的因素，明確玉米矮花葉病流行前后影響病害發生的主效因子與微效因子，旨在為矮花葉病的防治提供理論依據。

1 材料和方法

1.1 材料

1.1.1 供試材料 供試玉米為2019年由山西省種子站提供的370份玉米抗性鑒定品種，同年5月種植于山西農業大學小麥研究所紅堡國家試驗基地。

1.1.2 試劑 RNA抽提裂解液由實驗室配制，成分包括：528μL 10%十二烷基肌氨酸鈉、10.9 mL水飽和苯酚、0.02 g 8-羥基喹啉、352μL 0.75 mol/L p H=7.0檸檬酸鈉、1.09 mL 2 mol/L醋酸鈉、10 mL 7.22 mol/L異硫氰酸胍、76μLβ-巰基乙醇；in?NovaUscript II First-Strand cDNA Synthesis Super?Mix反轉錄試劑盒、PCR Mix、DNA Marker2000購自湖南一諾唯真公司；Goldview購自陜西中輝赫彩醫藥科技有限公司；SCMV第一抗體由浙江大學吳建祥教授贈予；Tris、硝酸纖維素膜（NC膜）購自北京索萊寶生物科技公司；堿性磷酸酶（alkaline phos?phatase，AP）標記的羊抗鼠IgG二抗購自美國Sigma公司；NBT/BCIP購自武漢博士德生物公司；PCR引物購自南京金斯瑞公司；其余試劑為國產分析純。

1.1.3 儀器 H1850高速離心機（湖南湘儀實驗室儀器開發有限公司）；Champ Gel 5000凝膠成像儀（北京賽智創業科技有限公司）；凝膠電泳槽（北京六一儀器廠）；DYY-2C型電泳儀（北京六一儀器廠）；G-1000基因擴增儀（杭州博日科技股份有限公司）；移液器（北京大龍興創實驗儀器有限公司）。

1.2 方法

1.2.1 玉米矮花葉病抗性鑒定 參照中華人民共和國農業農村部頒布的玉米抗病蟲鑒定技術規范第4部分：玉米抗矮花葉病鑒定技術規范，將保毒玉米幼苗上的病葉研碎，加入0.01 mol/L PBS緩沖液（8 g氯化鈉、0.2 g氯化鉀、0.2 g磷酸二氫鉀、3 g磷酸氫二鈉定容至1 000 mL，p H值調節至7.0）配制為溶液，以摩擦接種法處理待鑒定品種葉片，10月初調查并記載各品種植株的病情指數，根據規范中的公式計算并劃分品種的抗性水平。

1.2.2 病毒侵染試驗設計 于抗性鑒定結果中篩選感病品種，2020年11月3日至12月3日玻璃溫室模擬無蚜蟲環境種植；2021年4月10日至5月10日播種前模擬非作物生境種植；2021年6月1日至7月1日分別于田間、田間雜草集中區域模擬田間幼苗矮花葉病偶發區與田間雜草集中區域種植；對田間幼苗進行接毒處理，2021年8月2日至9月1日模擬田間矮花葉病大流行時期種植。每階段種植30 d作為1個侵染周期,衡量矮花葉病的傳播效率與發病情況。

1.2.3 玉米矮花葉病病毒分子鑒定 取待檢測試驗樣本，加入液氮研磨細碎，DEPC處理（用0.1%濃度的DEPC浸泡過夜，后高壓滅菌去除DEPC殘留液體）后的EP管中稱取0.1 g樣本，加入1 mL RNA抽提裂解液，常溫裂解15 min，加入200μL三氯甲烷，靜置3 min，12 000 g離心15 min，取上清液至新DEPC處理后的EP管中并加入500μL異丙醇，振蕩混合后靜置10 min，12 000 g離心10 min，棄上清液，加入1 mL 75%DEPC乙醇（0.1%DEPC配置75%乙醇并進行高壓滅菌處理）后7 500 g離心5 min，用移液器緩慢吸取液體，晾干后加入40μL DEPC水（0.1%DEPC過夜放置后高壓滅菌），充分溶解后吸取1μL至DEPC處理后的PCR管中，加入無酶水和gDNA去除液，置于PCR儀中42℃保持2 min，加入4μL鼠源反轉錄酶、0.5μL多聚胸腺嘧啶、0.5μL隨機引物進行反轉錄，設置PCR程序25℃持續20 min、50℃持續20 min、85℃保持持續5 s。反轉錄結束后，取1.5μL模板，加入10μmol/L上游引物與下游引物各0.5μL、PCR Mix 12.5μL、無菌水10μL。設置PCR程序為：94℃預變性5 min；94℃變性30 s，49℃退火30 s，72℃延伸1 min，設置35次循環；72℃延伸10 min結束。引物名稱及序列如表1所示。

表1 PCR檢測病毒引物Tab.1 Pr imer s for PCR detection of viruses

PCR程序運行結束后，配制1%瓊脂糖凝膠進行電泳檢測病毒條帶，在凝膠成像儀下觀察電泳結果。

1.2.4 dot-ELISA法檢測葉片攜帶SCMV情況

取試驗材料置于研缽中，液氮研磨至粉末狀后按樣品與緩沖液質量比1∶30的比例加入PBS緩沖液再進行研磨，吸入研磨液1.5 mL于EP管中4 000 g離心3 min，將細胞碎片沉淀至管底，吸取5μL上清液滴在NC膜表面，靜置15 min晾干，加入由含5%脫脂奶粉PBST（1 L 0.01 mol/L PBS中加入500μL Tween 20配制0.01 mol/L PBST，再加入50 g脫脂奶粉于PBST中）稀釋5 000倍后的一抗，使一抗與上清液充分結合30 min，0.01 mol/L PBST沖洗4次NC膜以去除多余的一抗液體，用含5%脫脂奶粉PBST包被空白部分，加入由含5%脫脂奶粉PBST稀釋8 000倍后的二抗使其與一抗充分結合，0.01 mol/L PBST漂洗6次，去除多余的二抗，加入由底物緩沖液（12.14 g Tris、5.84 g氯化鈉、0.475 g氯化鎂定容至1 L并用濃鹽酸調pH值至9.5）稀釋100倍的NBT/BCIP底物進行顯色反應，顯色后觀察鑒定結果。

1.3 數據分析

對鑒定結果進行計數，在Microsoft Excel 2019匯總并計算各品種發病率，SPSS Statistics 22分析各品種發病率，檢驗各條件下矮花葉病的發病率是否具有顯著差異。

2 結果與分析

2.1 玉米矮花葉病抗性鑒定結果

統計抗性鑒定結果表明（圖1），共有257株植株表現為1級病情級別；2 650株植株表現為3級；3 942株植株表現為5級；4 943株植株表現為7級；273株植株表現為9級。根據每個品種中鑒定植株病情指數計算，共0份品種鑒定為高抗；3份品種（占0.81%）鑒定為抗；27份品種（占7.30%）鑒定為中抗；109份品種（29.46%）鑒定為感；231份品種（占62.43%）鑒定為高感。根據鑒定結果，可知近年來品種抗性喪失嚴重，抗矮花葉病種質資源稀缺。

根據抗性鑒定結果，篩選18個高感品種作為后續試驗材料，進行盆栽試驗與田間試驗。

2.2 種子攜帶SCMV與種傳玉米矮花葉病試驗結果分析

選取抗性鑒定中表現為高感品種的干種子，鑒定干種子中攜帶病毒情況。18個品種的干種子6次混檢結果表明，在干種子中未能檢測到SCMV病毒。

根據上述結果，對篩選出的高感品種新鮮種子進行RT-PCR檢測，結果如圖2所示。結果表明，3次重復中共有3個品種的新鮮種子中含有SCMV，病毒可從母體中傳入子代。

為進一步探究種內病毒是否可以傳入子代植株中，本試驗設計溫室盆栽種植，并對幼苗進行RT-PCR檢測，檢測結果如圖3所示。結果表明，111個樣品中共有2株幼苗檢測到SCMV病毒，病毒可從干種子中隨寄主植物生長而大量繁殖，達到檢測水平。

2.3 蚜蟲傳播玉米矮花葉病毒檢測結果分析

為探究蚜蟲對傳播玉米矮花葉病毒的影響，2020年10月中旬從發病葉片采集玉米蚜、麥長管蚜保存于-80℃冰箱中，2021年5月于夏玉米田前茬作物小麥上采集麥長管蚜、麥二叉蚜對其進行病毒檢測，并接種至幼苗，對冬前蚜蟲、春季玉米播前蚜蟲、春季麥芽取食的玉米盆栽幼苗葉片、未接種蚜蟲玉米盆栽幼苗葉片以及陽性對照進行RTPCR檢測。檢測結果如圖4所示，冬前蚜蟲口針上可檢測相對較高含量的SCMV；春季蚜蟲口針上檢測到相對較低含量的SCMV，并且被春季蚜蟲取食的玉米幼苗葉片也可檢測到一定含量的SCMV；未被蚜蟲取食的玉米幼苗葉片未檢測到SCMV。

2.4 不同播種時間環境蚜蟲對SCMV傳播的影響

經上述試驗，已明確春季玉米播種后主要的病毒來源為種子帶毒和蚜蟲傳毒。由于蚜蟲為非持久型傳毒，其攜帶的病毒源于帶毒種子萌發或是非作物生境尚不清楚，故設計盆栽與田間試驗，以多個高感品種作試驗材料，降低不同高感品種對試驗結果的影響，明確不同環境下蚜蟲傳播玉米矮花葉病毒影響差異，設置陰性與陽性對照驗證每次處理的檢測靈敏度，其中，陽性對照均來自同一樣品。

對播種前蚜蟲傳毒效率進行測定，種植感病品種30 d后，用dot-ELISA手段檢測所有品種發病率，結果如圖5所示，其中，綠色斑點樣品中不含有SCMV；藍色或深紫色斑點為樣品中攜帶SCMV。該試驗盆栽置于非作物生境下，田間玉米播種前種植，以檢測在播前蚜蟲與非作物生境對于SCMV傳播的能力。結果表明，F24共檢測5株樣本，5株呈陽性；F31共檢測6株樣本，3株呈陽性；F32共檢測8株樣本，6株呈陽性；F35共檢測5株樣本，2株呈陽性；F36共檢測4株樣本，4株呈陽性；W39共檢測6株樣本，2株呈陽性；W40共檢測5株樣本，1株呈陽性；W66共檢測6株樣本，6株呈陽性；W135共檢測5株樣本，3株呈陽性；W176共檢測4株樣本，4株呈陽性；W177共檢測1株樣本，1株呈陽性；W230共檢測1株樣本，0株呈陽性；W266共檢測6株樣本，6株呈陽性；W268共檢測3株樣本，2株呈陽性；W269共檢測4株樣本，0株呈陽性；W323共檢測2株樣本，1株呈陽性；W324共檢測1株樣本，1株呈陽性；W325共檢測8株樣本，8株呈陽性。

對播種時期田間環境下蚜蟲傳毒效率進行測定，結果如圖6所示。該試驗盆栽置于田間玉米播種區，于播種期同時種植，以檢測蚜蟲在播種期時間范圍，無田間初侵染幼苗的毒源條件下，從環境獲取并傳播SCMV的能力。結果表明，F24共檢測8株樣本，6株呈陽性；F31共檢測5株樣本，4株呈陽性；F32共檢測9株樣本，8株呈陽性；F35共檢測7株樣本，7株呈陽性；F36共檢測4株樣本，4株呈陽性；W39共檢測8株樣本，6株呈陽性；W40共檢測6株樣本，6株呈陽性；W66共檢測6株樣本，4株呈陽性；W135共檢測8株樣本，6株呈陽性；W176共檢測4株樣本，1株呈陽性；W177共檢測7株樣本，7株呈陽性；W230共檢測1株樣本，1株呈陽性；W266共檢測6株樣本，3株呈陽性；W268共檢測6株樣本，5株呈陽性；W269共檢測7株樣本，4株呈陽性；W323共檢測6株樣本，6株呈陽性；W324共檢測3株樣本，3株呈陽性；W325共檢測8株樣本，4株呈陽性。

對播種時期雜草環境下蚜蟲傳毒效率進行測定，結果如圖7所示。該試驗盆栽置于玉米播種區周邊雜草茂密區，于播種期同時種植，以檢測蚜蟲在播種期時間范圍，無田間初侵染幼苗的毒源條件下，從雜草環境獲取并傳播SCMV的能力。結果表明，F24共檢測9株樣本，9株呈陽性；F31共檢測7株樣本，5株呈陽性；F32共檢測8株樣本，8株呈陽性；F35共檢測4株樣本，2株呈陽性；F36共檢測5株樣本，3株呈陽性；W39共檢測6株樣本，3株呈陽性；W40共檢測5株樣本，4株呈陽性；W66共檢測8株樣本，7株呈陽性；W135共檢測6株樣本，3株呈陽性；W176共檢測8株樣本，6株呈陽性；W177共檢測4株樣本，3株呈陽性；W230共檢測2株樣本，1株呈陽性；W266共檢測8株樣本，6株呈陽性；W268共檢測7株樣本，5株呈陽性；W269共檢測10株樣本，8株呈陽性；W323共檢測8株樣本，7株呈陽性；W324共檢測2株樣本，1株呈陽性；W325共檢測8株樣本，7株呈陽性。

對播種后田間大面積發生矮花葉病時期蚜蟲傳毒效率進行測定，結果如圖8所示。該試驗盆栽置于田間玉米區，以檢測蚜蟲在田間已具備大量毒源條件下，從發病植株獲取并傳播SCMV的能力。結果表明，F24共檢測10株樣本，7株呈陽性；F31共檢測10株樣本，9株呈陽性；F32共檢測11株樣本，8株呈陽性；F35共檢測12株樣本，8株呈陽性；F36共檢測13株樣本，13株呈陽性；W39共檢測15株樣本，14株呈陽性；W40共檢測21株樣本，16株呈陽性；W66共檢測4株樣本，4株呈陽性；W135共檢測24株樣本，20株呈陽性；W176共檢測5株樣本，5株呈陽性；W177共檢測9株樣本，8株呈陽性；W230共檢測2株樣本，1株呈陽性；W266共檢測27株樣本，26株呈陽性；W268共檢測21株樣本，16株呈陽性；W269共檢測15株樣本，12株呈陽性；W323共檢測10株樣本，4株呈陽性；W324共檢測1株樣本，1株呈陽性；W325共檢測3株樣本，3株呈陽性。

對上述結果進行整理，統計同一時期同一品種 的材料發病率，結果如表2所示。

表2 不同時期、環境高感品種發病率統計Tab.2 Incidence statistics of high sensitive varieties in different periods and environments %

通過對不同品種不同時期發病率進行方差分析與差異顯著性檢驗，分析不同播期蚜蟲傳播玉米矮花葉病差異、不同生長環境蚜蟲傳播玉米矮花葉病差異。對盆栽隔離蚜蟲與不隔離蚜蟲試驗結果表明（表3、圖9），無蚜蟲取食的18個玉米品種發病率僅為1.8%，而有蚜蟲取食的18個玉米品種在不同種植時期、不同種植環境中其平均發病率分別為68.75%、77.98%、76.52%、77.23%和82.16%，結果表明，無蚜蟲取食的盆栽植株，其發病率符合前人研究的矮花葉病自然發病率范圍[17]；通過分析圖5中的檢測結果與播種前植株發病率，表明春季麥蚜具備傳播SCMV病毒的能力，并從非玉米植物上獲取病毒；分析不同時期植株受侵染效率，結果表明，隨著時間遞增蚜蟲傳播SCMV能力持續增長，隨播種時期推遲，同一周期內植株發病率變高；對比同一時期不同環境下植株發病率，雜草環境發病率略低于田間環境，多重比較分析結果表明，8月2日至9月1日間蚜蟲傳播SCMV的效率顯著高于4月10日至5月10日，由4月份到6月份，終至9月份，蚜蟲對于SCMV的傳播效率遞增。

表3 不同條件下植株發病率差異顯著性分析Tab.3 Analysis of the significance of plant incidence differences under different conditions

3 結論與討論

玉米矮花葉病可由種子帶毒、農事操作、玉米銹菌攜毒及包括麥二叉蚜、麥長管蚜、禾谷縊管蚜、玉米蚜等小麥—玉米輪作田中常見的蚜蟲以非持久性的方式傳播[18]，本研究通過設計幾個不同的種植時期與環境盆栽及田間試驗，證明了蚜蟲在SCMV病毒傳播中的重要作用。在干種子中并未檢測到病毒可能是干種子不帶病毒或其中存在的病毒量未達到RT-PCR的檢測最低水平。前人研究表明，絕大多數病毒在種子脫水、貯藏、越冬過程中喪失活性或被降解[19]，故本研究追加了對鮮種子的RT-PCR檢測，結果顯示，有3個品種的新鮮種子中可檢測到SCMV，說明本試驗的種子極有可能具有較高種傳率，但無法避免脫水帶來的病毒損耗。通過對干種子萌發后生長的幼苗進行RTPCR檢測，結果表明，在未檢測到含有SCMV的干種子萌發后，其含有的極微量病毒重新開始復制并達到RT-PCR檢測范圍，故病毒檢測結果呈陽性。上述結論證明，SCMV以種子帶毒的形式將親本體內含有的SCMV，于母體成熟籽粒中傳播給子代，籽粒經脫水、干燥、貯藏損失了大部分病毒，使絕大多數種子內的病毒失去復制能力，僅有0.05%~2.20%的種子中攜帶完整的SCMV粒子，并隨寄主萌發生長開始復制，于子代中恢復活性，造成初期的田間矮花葉病。

對比溫室盆栽的自然發病率與室外盆栽的自然發病率，溫室條件下無蚜蟲取食植株葉片，其發病的唯一條件為種子帶毒，其發病率為1.8%，3個不同時期室外盆栽的發病率分別為68.75%、77.23%和82.16%，蚜蟲傳毒使玉米植株發病率提高了36~46倍，表明蚜蟲傳播SCMV是田間玉米矮花葉病流行中最重要的因素。蚜蟲以非持久性方式傳播SCMV，病毒僅能在蚜蟲口針上存留數分鐘到1 h[20]，這種特殊的傳播方式表明病毒無法儲備于蚜蟲體內進行越冬。根據PCR檢測結果，冬前玉米蚜與殘留的麥蚜體內存在大量病毒，而春季麥蚜體內存在少量病毒，可以推斷，冬前玉米蚜體內病毒隨時間或蚜蟲的死亡被降解或流入環境，可能保存于多年生雜草中[5]或更多的寄主體內，春季麥蚜重新從環境中獲得該病毒，檢測其取食的葉片表明，春季播種的玉米植株可受到麥蚜的取食并感染SCMV，春季麥蚜具備傳播SCMV的能力，檢測未被蚜蟲取食的葉片結果呈陰性表明，蚜蟲傳毒是使健康植株患矮花葉病毒的原因。由此推斷設計試驗，在同一時期種植2組分別放置在雜草茂盛區域與田間未播種區域的盆栽，結果表明，雜草區發病率并未高于田間未播種區盆栽的發病率，表明雜草環境中蚜蟲傳播效率與田間環境中蚜蟲傳播效率差異較小，可能存在其他重要條件影響蚜蟲的傳播效率。此前，我國學者楊士華等[8]通過檢測田間蚜蟲消長與矮花葉病的發病規律，從另一角度也證實蚜蟲大面積發生與矮花葉病的流行存在顯著的因果關系。

本試驗分別于玉米播種前、播種期、播后田間大面積發生矮花葉病時期種植植株檢測蚜蟲傳毒效率，結果表明，隨玉米種植時間推遲，同一周期內植株發病率遞增，直至顯著水平。并通過設計多種盆栽試驗，以控制多個變量，包括蚜蟲變量、區域變量、時期變量探究了玉米矮花葉病的有利發病條件。研究結果表明，蚜蟲傳毒是矮花葉病高效傳播中最重要的因素，其將矮花葉病的發病率可提高至種傳的36~46倍；在對不同狀態的種子帶毒率測定結果，驗證了馬占鴻等[21]對于SCMV由母體可傳給子代的設想，并同時證實了學者李莉[19]的研究，即種子在脫水過程中病毒存在一定損耗。由于本試驗侵染周期僅為30 d，隨時間推移，侵染植株數量仍將持續增長，為確保試驗不受盆栽數量的限制，本盆栽及田間試驗確定在30 d，避免由于盆栽過少導致所有植株均產生矮花葉病，無法比較差異。本試驗結果可能預示著玉米矮花葉病毒的越冬場所不僅只有種子與雜草，可能還存在其他的越冬環境，如土壤微生物等，并推測這種可能存在的中間寄主通過自身抵抗或躲避低溫的手段同樣保護了其攜帶的病毒。但試驗在設計中發現，選取雜草環境時有一定困難，不能確定準確的雜草環境病毒源，只能以雜草豐富度作為選擇的優先級。根據本試驗結論，SCMV可由上年冬季種子、蚜蟲傳播至包括雜草的環境因素保存越冬，至來年春季帶毒種子萌發、蚜蟲取食雜草和植株與其他病毒越冬場所等造成田間矮花葉病大面積發生，其中，種傳僅占小部分發病因素，絕大多數發病是由蚜蟲傳毒造成的，因此，預防玉米矮花葉病主要依賴于播種前后蚜蟲的防治。如后續研究需要進一步分析是否存在其他越冬環境時，試驗應準確控制環境中雜草種類，避免未鑒定的潛在雜草寄主影響試驗結果。