利用體外模型分析解淀粉乳桿菌L6發酵豆乳對腸道菌群和短鏈脂肪酸的影響

費永濤，黃一鶴，黃 力，劉功良,*，白衛東

（1.仲愷農業工程學院 廣東省嶺南特色食品科學與技術重點實驗室，廣東 廣州 510225；2.農業農村部嶺南特色食品綠色加工與智能制造重點實驗室，廣東 廣州 510225；3.廣東省標準化研究院，廣東 廣州 510240）

隨著消費者對功能性食品興趣的日益濃厚，對功能性豆制品的發展提出了更高要求。發酵豆乳是益生菌利用豆乳中的營養物質進行生長代謝，產生多種代謝產物，對豆乳中營養及風味組分進行轉化，從而制成的大豆飲品[1-2]。有研究表明，豆乳經發酵后，營養成分、大豆低聚糖消化率、風味及穩定性提高，并能改善人體腸道微生物組成，促進人體健康[3]。近年來，益生菌對豆乳的發酵及益生作用已成為研究熱點之一[4-5]。

豆乳既可以給乳酸菌提供合適的營養環境條件，也可作為載體保護益生菌，提高其在胃腸道中的存活率[6]。乳酸菌發酵豆乳過程中會產生大量乳酸和乙酸，降低發酵豆乳的pH值，將蛋白質和降解后的氨基酸、肽類物質沉淀，形成具有彈性的凝乳，從而使人體胃腸道更易吸收[7]；發酵過程中產生的多種生物活性酶，如蛋白酶、糖苷酶和脂肪酶等，有助于將不利于人體吸收的大分子物質分解成小分子，避免人體無法消化從而產生胃脹[8]。發酵豆乳中未被利用的大豆低聚糖水蘇糖和棉子糖，能作為益生元，選擇性富集腸道有益菌群[9]；結腸內未消化的碳水化合物經腸道菌群發酵產生乳酸和短鏈脂肪酸（short-chain fatty acid，SCFAs），可向結腸上皮提供能量，調節膽固醇和脂質代謝，抑制腸道致病菌，調節免疫系統[10-12]。

目前我國的豆乳發酵劑選擇面較窄，一般使用的牛乳發酵劑在豆乳環境中適應性差，營養利用率低，缺乏自研豆乳發酵劑[13-14]。在本課題前期研究中，從豆制品加工副產物豆腐酸漿水中分離得到的解淀粉乳桿菌（Lactobacillus amylolyticus）L6，具有開發成為益生菌并作為豆乳發酵劑的潛力[15-18]。首先，L.amylolyticusL6不具有耐藥性，不會分泌有毒代謝產物，安全性較好，并在豆制品環境如豆腐黃漿水中具有優良的發酵特性[16]。其次，該菌在人工合成胃液中具有較高的存活率，并能夠抑制致病菌、分泌細菌素、黏附CaCO2細胞，具有良好益生功能特性[17]。在基因水平和轉錄水平對該菌在豆乳中的適應性機制進行研究，發現該菌具有α-半乳糖苷酶和β-葡萄糖苷酶的編碼基因并且在豆乳環境中進行高效表達，幫助L.amylolyticusL6利用大豆低聚糖，轉化大豆異黃酮，達到降低“脹氣”反應，提高生物活性的效果[17-19]。雖然L.amylolyticusL6是良好的豆乳益生菌發酵劑，但是該菌制備的發酵豆乳對人體腸道菌群的影響仍未知，因此本研究通過發酵豆乳攜帶的L.amylolyticusL6在模擬胃腸轉運中的存活率，確定L.amylolyticusL6在胃腸轉運中的存活狀態，將模擬消化后的發酵豆乳進行體外結腸發酵，觀察發酵豆乳對腸道菌群以及SCFAs含量的影響，探究L.amylolyticusL6發酵豆乳的腸道益生功效。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

大豆購自德州市綠色食品有限公司陽光豆坊。L.amylolyticusL6分離自豆腐酸漿水，現保存于中國普通微生物菌種保藏管理中心，保存編號為CGMCC NO.9090。

MRS培養基 廣東環凱微生物科技有限公司；乳酸、乙酸、丙酸、異丙酸、丁酸、異丁酸（均為色譜純） 阿拉丁試劑（上海）有限公司；豬胃蛋白酶（1∶10 000）、豬胰蛋白酶（1∶250）、α-淀粉酶（≥5 U/mg）、脂肪酶（30 000 U/g） 上海源葉生物科技有限公司；磷酸鹽緩沖液（phosphate buffer solution，PBS） 北京蘭杰柯科技有限公司；細菌基因組DNA提取試劑盒 艾基生物技術有限公司；5 U/μL LATaq、12 U限制性內切酶HaeIII、2×SYBR Green PCR Master Mix 日本TaKaRa公司。

1.2 儀器與設備

7890氣相色譜儀 美國安捷倫公司；7900 HT實時聚合酶鏈式反應儀、3100毛細管電泳自動序列分析儀美國ABI公司。

1.3 方法

1.3.1 發酵豆乳的制備

配制MRS液體培養基，121 ℃滅菌20 min，取保存于-80 ℃冰箱中的L.amylolyticusL6菌液，以5%接種量活化，至試管底部出現大量沉淀。取活化后的菌液以5%接種量接種于MRS液體培養基中，37 ℃培養12 h，使用無菌生理鹽水洗滌3 次待用，重懸調整菌液濃度到108CFU/mL。

發酵豆乳的制備方法參考已報道文獻[14]，首先用0.5% NaHCO3溶液浸泡大豆14 h，倒去浸泡水后，按照1∶8（m/m）將大豆與飲用水混合，加入豆漿機打漿制備粗豆乳。使用100 目篩過濾豆渣，豆漿與飲用水以8∶2（V/V）混合，加入1.5 g/100 mL葡萄糖，于85 ℃加熱15 min，冷卻至37 ℃。以10 g/100 mL接種量接種生理鹽水重懸后的菌液，于37 ℃發酵10 h。

1.3.2 胃腸轉運耐受性

1.3.2.1 模擬胃腸液的制備

根據Wang Jie等[20]的方法稍作修改，制備模擬胃液與模擬腸液。調節PBS的pH值至2.5、3.0和8.0，隨后以0.22 μm濾膜過濾除菌。向pH 2.5和pH 3.0的PBS中添加3 g/L胃蛋白酶和2 g/L NaCl，以制備模擬胃液。向pH 8.0 PBS中添加1 g/L胰蛋白酶制備模擬腸液。

1.3.2.2L.amylolyticusL6菌液及其發酵豆乳的胃腸轉運耐受性

參考前期研究報道[17]，將L.amylolyticusL6接種到MRS培養基中，37 ℃培養12 h后，使用無菌生理鹽水洗滌3 次。將1 mL菌液接種至9 mL模擬胃液中（pH 2.5和pH 3.0），37 ℃處理3 h，每小時取樣，通過平板計數法測定以生理鹽水為載體時L.amylolyticusL6菌株在模擬胃液（pH 2.5和pH 3.0）中的耐受性。樣品在模擬腸液中耐受性的測定，首先將樣品在pH 3.0胃液中處理3 h后，取1 mL混合液加入到9 mL模擬腸液（pH 8.0）中，37 ℃放置8 h，于4 h和8 h通過平板計數法測定活菌數并計算存活率，得出以生理鹽水為載體時L.amylolyticusL6的模擬胃腸轉運耐受性。同時以L.amylolyticusL6發酵豆乳樣品作為對照，重復上述實驗，存活率計算公式如下：

式中：N1為處理后的L.amylolyticusL6菌落數；N0為處理前的L.amylolyticusL6菌落數。

1.3.2.3L.amylolyticusL6菌液及其發酵豆乳對膽鹽的耐受性

在MRS肉湯中加入0.3 g/100 mL膽鹽，將發酵豆乳和生理鹽水清洗并重懸過的菌液接種到含有膽鹽的MRS培養基中（10 g/100 mL接種量），在37 ℃下孵育4 h，每隔1 h取樣進行計數，平行3 次。

1.3.3 發酵豆乳體外模擬消化實驗

參考Bresciani等[21]方法，主要包括樣品的模擬口腔及胃腸消化、糞便菌群的體外發酵、腸道菌群分析及SCFAs測定。本實驗共設置4 組實驗，分別是以生理鹽水為樣品的空白對照組（BCG）、以L.amylolyticusL6菌懸液為樣品的對照組1（CG1）、以滅活發酵豆乳為樣品的對照組2（CG2）和以活性發酵豆乳為樣品的實驗組（EG）。

1.3.3.1 試液的制備

模擬唾液：0.11 g/L CaCl2、1.3 g/Lα-淀粉酶溶于無菌去離子水中，調節pH 7.0。

人體糞便菌液：收集4 名志愿者（年齡20～25 歲，男女各2 名，飲食正常，近3 個月未服用抗生素及無消化道疾?。┑男迈r糞便。搜集1 名志愿者糞便后，立即于超凈臺取20 g糞便于厭氧盒中，更換厭氧包及指示劑，將厭氧盒至于4 ℃冰箱，重復此操作，直至取完所有志愿者糞便。實驗前，從厭氧盒中取50 g糞便混合物于燒杯中，加入500 mL PBS、刃天青0.5 mg，攪拌均勻，然后通過已滅菌的紗布過濾去除大顆粒物后轉移至滅菌藍蓋瓶中，置于厭氧操作箱內，并于1 h內使用。

生長培養基：蛋白胨2 g/L，酵母提取物2 g/L，氯化鈉0.1 g/L，K2HPO40.04 g/L，KH2PO40.04 g/L，MgSO4·7H2O 0.01 g/L，CaCl2·6H2O 0.01 g/L，NaHCO32 g/L，血紅素0.02 g/L，鹽酸半胱氨酸0.5 g/L，膽汁鹽0.5 g/L，刃天青1 mg/L，吐溫80 2 mL/L，VK110 μL/L，121 ℃滅菌20 min。

1.3.3.2 體外消化及發酵實驗

模擬口腔階段，取13.6 mL發酵豆乳樣品與1.4 mL模擬唾液混合，調節pH 6.8，37 ℃、100 r/min振蕩5 min，平行若干管，以作pH值調整測試及樣品貯存之用；模擬胃階段，經口腔階段消化后，消化液與模擬胃液等體積混合。使用1 mol/L NaOH溶液調節pH 3.0，37 ℃、100 r/min振蕩2 h。模擬小腸階段，經過模擬胃階段的消化后，取30 mL消化液，使用1 mol/L NaOH溶液調節pH 7.0。然后加入4 mL膽鹽溶液和1 mL CaCl2溶液，使用1 mol/L NaOH溶液調節pH 7.0，再加入2.5 mL脂肪酶懸浮液。37 ℃、100 r/min振蕩2 h。

體外發酵階段，在無氧環境下于厭氧管內分裝生長培養基及消化樣品（1.5 mL糞便菌液＋6.5 mL生長培養基＋2 mL樣品消化液），發酵0、6、12、24、48 h后分別取樣，取樣后將樣品管立即插入冰中，10 000 r/min、4 ℃離心10 min。離心完畢后上清液轉移用于測定pH值和SCFAs含量，放-20 ℃冰箱備用，將底部菌渣放-80 ℃冰箱備用。

1.3.4 腸道細菌多樣性分析

從保存的樣品中提取基因組DNA，用帶有barcode的特異引物擴增1 6 S r D N A 的V 3 ～V 4 區。引物序列為341F：CCTACGGGNGGCWGCAG；806R：GGACTACHVGGGTATCTAAT。將純化后的擴增產物（即擴增子）連接測序接頭，構建測序文庫，Illumina上機測序。

1.3.5 SCFAs含量的測定

S C FA s（乙酸、丙酸、異丙酸、丁酸、異丁酸、戊酸、異戊酸）的測定參考安捷倫官網方法，樣液使用0.22 μm膜過濾，裝入進樣瓶待用。儀器參數及規格如下：7890B氣相色譜系統：色譜柱WAX（30 m×0.25 mm，0.25 μm）；載氣：氮氣，恒流模式；進樣口250 ℃，分流比30∶1；柱溫箱162 ℃恒溫；氫火焰離子化檢測器溫度250 ℃，氫氣流速40 mL/min，空氣流速400 mL/min，尾吹氣流速25 mL/min；進樣量0.1 μL。乳酸的測定使用南京建成公司的乳酸測試盒（A019-2-1）。

1.4 數據分析

所有實驗均3 次重復，使用SPSS（V23.0.0）進行分析。組間比較采用單因素方差分析（ANOVA），P＜0.05，差異顯著。

2 結果與分析

2.1 L. amylolyticus L6的模擬胃腸轉運耐受性

2.1.1L.amylolyticusL6對模擬胃液的耐受性

分別以生理鹽水和發酵豆乳作為載體，測定L.amylolyticusL6在pH 2.5和pH 3.0模擬胃液中的存活率，結果見表1。在pH 3.0模擬胃液中，L.amylolyticusL6在2 種載體中存活率均大于90%，但在pH 2.5模擬胃液中，發酵豆乳中L.amylolyticusL6在4 h后存活率為96.1%，但生理鹽水中的L.amylolyticusL6在3 h后已無法檢測出活菌，可見L.amylolyticusL6以發酵豆乳為載體可提高該菌在模擬胃液中的存活率，類似的現象也發生在干酪乳桿菌Zhang中，該菌以生理鹽水為載體時，在pH 2.5的模擬胃液處理3 h后保持有70%存活率，若以發酵馬乳、發酵豆乳和發酵牛乳為載體，則存活率均超過90%[20,22]。L.amylolyticusL6菌體對模擬胃液的耐受性不及干酪乳桿菌Zhang，但若以發酵豆乳作為載體，在pH 2.5模擬胃液中的耐受性與干酪乳桿菌Zhang相仿[20]。益生菌通常以食物為載體進入人體胃腸道，發酵豆乳可給L.amylolyticusL6提供緩沖環境保護菌體，主要由于外發酵豆乳可提高胃內容物的pH值[6]，并且發酵豆乳中的蛋白質及氨基酸可作為人體腸道內消化蛋白酶的緩沖劑和抑制劑[23]，從而在上消化道運輸過程中保護攝入的L.amylolyticusL6，提高其存活率。

表1 L. amylolyticus L6對模擬胃液的耐受性Table 1 Tolerance of L. amylolyticus L6 to simulated gastric juice

2.1.2L.amylolyticusL6對模擬腸液的耐受性

發酵豆乳中的L.amylolyticusL6首先在pH 3.0模擬胃液消化3 h后，然后再接入模擬腸液消化8 h，其存活率均大于97%，相較于生理鹽水作為載體，發酵豆乳中的L.amylolyticusL6存活率提高了7.89%（表2）。同時，發酵豆乳中L.amylolyticusL6在pH 2.5模擬胃液消化3 h后，接入模擬腸液消化8 h前存活率為95.59%（表2）?？芍?，發酵豆乳中的L.amylolyticusL6在模擬腸液中有良好的耐受性，這一特性有利于L.amylolyticusL6長期地在腸道內定植[24]。

表2 L. amylolyticus L6對模擬腸液的耐受性Table 2 Tolerance of L. amylolyticus L6 to simulated intestinal juice

2.1.3L.amylolyticusL6對0.3 g/100 mL膽鹽培養基的耐受性

在0.3 g/100 mL膽鹽處理4 h后，2 種載體中的L.amylolyticusL6存活率均大于72%（表3）。正常人體小腸的膽鹽范圍為0.03～0.3 g/100 mL[25]，L.amylolyticusL6理論上可耐受小腸中的高膽鹽環境，順利進入大腸。綜上可知，以發酵豆乳作為載體，可提高L.amylolyticusL6在模擬胃腸道中的存活率，從而增加其進入大腸并定植的幾率。

表3 L. amylolyticus L6對0.3 g/100 mL膽鹽培養基的耐受性Table 3 Tolerance of L. amylolyticus L6 to 0.3 g/100 mL bile salt medium

2.2 體外發酵過程中腸道菌群的變化

通常人體的消化道由口腔、食道、胃、小腸和大腸構成，本研究首先分別對空白對照組（生理鹽水，BCG）、對照組1（L.amylolyticusL6菌懸液，CG1）、對照組2（滅活L.amylolyticusL6發酵豆乳，CG2）及實驗組（L.amylolyticusL6發酵豆乳，EG）4 個組別的樣品進行體外消化（包括模擬口腔、胃、小腸），隨即將消化液加入體外結腸發酵48 h，于12、24、48 h取樣，通過16S rDNA V3～V5區高通量測序分析腸道細菌結構組成的變化。如圖1所示，在門水平上，腸道菌群主要由變形菌門（Proteobacteria）、厚壁菌門（Firmicutes）、放線菌門（Actinobacteria）、梭桿菌門（Fusobacteria）和擬桿菌門（Bacteroidetes）組成，這與已有的報道類似[26-27]。相比BCG和CG1組，添加發酵豆乳的CG2和EG組在體外發酵48 h后，變形菌門細菌相對豐度顯著提高（P＜0.05），其次梭桿菌門相對豐度亦稍有提高，其余厚壁菌門、放線菌門和擬桿菌門細菌相對豐度均有不同程度的下降。

圖1 體外發酵后腸道菌群的門水平物種組成豐度熱圖Fig.1 Heatmap of species composition and abundance of intestinal flora at the phylum level after in vitro fermentation

埃希氏菌屬（E s c h e r i c h i a）中的大腸桿菌（Escherichia coli），為腸道內常見優勢菌屬之一[26]，在體外發酵48 h后，相比于BCG及CG1組，CG2和EG組中埃希氏菌屬相對豐度顯著增加（圖2），分別達到79.52%和80.31%，主要是由于發酵豆乳中有較多的碳源存在（尤其是葡萄糖），被作為優勢菌屬的埃希氏菌屬快速代謝利用，大量繁殖，導致CG2和EG組中埃希氏菌屬相對豐度高于BCG和CG1組。此外，EG組3 個時間點乳桿菌屬（Lactobacillus）相對豐度都顯著高于BCG和CG2組（P＜0.05），CG1組直接添加菌懸液雖然在體外發酵12 h相對豐度（27.94%）遠高于EG組，但是24 h和48 h后其相對豐度迅速下降到10%以下，低于EG組14.32%和13.86%，主要是由于發酵豆乳中既有益生乳酸菌L.amylolyticusL6也有益生元即棉子糖和水蘇糖，選擇性地為益生菌后期繁殖提供碳源。大量體內和體外研究也發現，攝入發酵乳品包括酸牛乳、酸豆乳等，能夠顯著提高腸道菌群中乳酸桿菌屬的豐度，改善腸道菌群[28-29]。本研究還發現添加發酵豆乳的EG和CG2組中，多種有害細菌屬水平相對豐度下降，包括Lachnoclostridium、假單胞菌屬（Prseudomonas）、嗜膽菌屬（Bilophia）、Erysipelatoclostridium、史雷克氏菌屬（Slackia）、科林氏菌屬（Collinsella）和多爾氏菌屬（Dorea），它們是人體胃腸道中常見的與疾病相關聯的菌屬，可能由于腸道較低的pH值有助于抑制有害細菌活性，維持腸道健康（圖3）[11]。史雷克氏菌屬和假單胞菌屬是常見的人體腸道微生物，已有實驗證實其能引起食物中毒、器官感染等一系列的人體疾病[30-31]。腸易激綜合征是一種常見的胃腸道疾病，常見癥狀有腹痛、腹脹和腹瀉，已有多項研究表明該疾病與多爾氏菌屬種群在腸道內增加相關[32]。嗜膽菌屬中的沃氏嗜膽菌（Bilophila wadsworthia）具有較強的嗜膽鹽特性，能在人體腸道內定植，是人體腸道內的常見致病菌之一，已被報道與闌尾炎及其他局部炎癥以及大腸癌相關[33]。此外，研究發現Lachnoclostridium在人體腸道內豐度提高，與結直腸腺瘤和結腸癌直接相關[34]。綜上可知，相比于直接攝入L.amylolyticusL6，通過豆乳作為載體攜帶L.amylolyticusL6進入腸道，能有效提高乳桿菌屬的相對豐度，同時降低腸道有害細菌的豐度，防止病原菌的定植，改善腸道菌群結構。

圖2 體外發酵后腸道菌群的屬水平物種組成豐度熱圖Fig.2 Heatmap of species composition and abundance of intestinal flora at the genus level after in vitro fermentation

圖3 體外發酵過程中不同組別的pH值變化Fig.3 pH changes of different groups during in vitro fermentation

2.3 體外發酵過程中SCFAs變化及其與菌群的相關性分析

由圖3 可知，經體外發酵后，相較于B C G 和CG1組，添加發酵豆乳的EG和CG2組pH值下降顯著（P＜0.05），研究發現結腸環境pH值的降低能提高鈣、鎂離子的生物利用度并抑制致病菌[35]，腸道菌群變化的結果也證實EG和CG2組相較于BCG和CG1組，致病菌屬的相對豐度較低。由圖4可知，4 組樣品中，添加帶有L.amylolyticusL6活菌的發酵豆乳EG組，在體外發酵48 h后產生的SCFAs質量濃度最高，達到2.4 g/L，其次是添加滅活發酵豆乳CG2組，達到1.75 g/L，BCG及CG1組均不超過0.75 g/L?？芍?，攝入發酵豆乳可顯著提升SCFAs含量從而降低結腸環境的pH值，抑制致病菌，SCFAs還可調節膽固醇和脂質代謝，調節免疫系統[36]。在Ahlborn等[37]的報道中，研究了牛乳和羊乳對嬰兒糞便的體外發酵影響，發現它們均有助于SCFAs的生成。在本研究中，相比于滅活后的發酵豆乳，攝入攜帶有L.amylolyticusL6活菌的發酵豆乳，SCFAs含量提高了37%，L.amylolyticusL6活菌與發酵豆乳的協同作用能提高發酵豆乳的益生功效。

圖4 體外發酵過程中不同組別的SCFAs變化Fig.4 Changes in total SCFAs content in different groups during in vitro fermentation

不同組別體外發酵過程中各種SCFAs含量變化見表4。BCG和CG1組的乳酸含量一直處于較低的水平，而CG2和EG組經體外發酵24 h后，乳酸含量顯著提高（P＜0.05），但在48 h后乳酸含量顯著下降（P＜0.05）。體外發酵48 h后，EG組的乙酸質量濃度最高，達到0.95 g/L，其次是CG2組達到0.81 g/L，BCG和CG1組均不超過0.27 g/L。乳酸和乙酸被認為是益生菌發酵后的產物，然而乳酸會被不同的菌屬轉化為其他SCFAs，這可能是發酵過程中乳酸下降的原因[38]。隨著體外發酵的進行，丙酸的上升趨勢與乙酸類似，48 h后EG組的丙酸質量濃度最高，達到0.82 g/L，其次是CG2組達到0.71 g/L，BCG和CG1組均不超過0.23 g/L。丙酸經腸道細菌產生后，可被人體吸收進入血液隨后轉運至肝臟，并能控制血糖并對肝癌細胞有抗增殖作用[10,39]。4 組實驗中，異丁酸含量均處于低水平，體外發酵48 h后，EG組的丁酸質量濃度亦為最高，達到0.30 g/L，其次是CG2組0.27 g/L，BCG和CG組均不超過0.21 g/L。丁酸鹽既可以由腸道細菌代謝未消化的碳水化合物產生，也可通過對乙酸及乳酸的轉化產生[40]，丁酸鹽與結腸細胞的抗炎和抗腫瘤作用相關[41]。在4 組樣品中，僅檢測出較低含量的異戊酸，戊酸僅在EG組中檢測出。綜上，發酵豆乳作為能源物質可增加結腸內的SCFAs水平，L.amylolyticusL6活菌與發酵豆乳的協同作用能提高體外發酵后的SCFAs含量。這可能是由于L.amylolyticusL6活菌可在體外發酵過程中利用發酵豆乳中剩余的碳源，無氧環境下產生乳酸，乳酸經其他腸道微生物轉化為各種SCFAs，從而提高了體外發酵過程中SCFAs的含量并降低pH值。在Lactobacillus caseiZhang的研究中，給不同年齡的24 位志愿者連續服用28 d該益生菌片劑，檢測糞便樣品中的微生物群落與SCFAs，發現SCFAs的代謝水平與該菌的存活率相關[42-43]。

表4 體外發酵過程中不同SCFAs含量的變化Table 4 Changes in contents of individual SCFAs in different groups during in vitro fermentation

EG體外發酵過程中，菌群和SCFAs的相關性分析結果顯示，雙歧桿菌屬（Bifidobacterium）、嗜膽菌屬、多爾氏菌屬和考拉桿菌屬（Phascolarctobacterium）與檢測到的4 種主要SCFAs丙酸、異丙酸、丁酸和異丁酸呈顯著正相關（圖5），前期研究報道也顯示雙歧桿菌和多爾氏菌屬能利用腸道環境中的多糖轉化為SCFAs[44-45]，同時考拉桿菌屬能夠利用腸道中的琥珀酸產生丙酸[46]，但是嗜膽菌屬能與高脂肪飲食協同促進更高炎癥反應、腸屏障功能障礙和膽汁酸代謝異常[47]，未發現與SCFAs產生相關的報道。與4 種主要SCFAs含量呈負相關的菌屬包括擬桿菌屬（Bacteroides）、腸球菌屬（Enterococcus）、鏈球菌屬（S t r e p t o c o c c u s） 和明串珠菌屬（Leuconostoc）等。

圖5 EG樣品體外發酵過程中菌群和主要SCFAs的相關性分析Fig.5 Correlation analysis between intestinal microbiota and major SCFAs during in vitro fermentation

3 結 論

本研究發現以L.amylolyticusL6發酵豆乳為載體，在低pH值模擬胃液、模擬腸液以及高膽鹽環境中菌體均保持高存活率，隨后對其進行體外模擬消化實驗，進一步發現加入經模擬消化后的發酵豆乳體外發酵48 h后，多種有害腸道菌屬豐度下降，同時體外發酵過程中SCFAs含量也有顯著提高，并且攜帶L.amylolyticusL6活菌的發酵豆乳相較于滅活后的發酵豆乳，體外發酵48 h后SCFAs含量提高37%，L.amylolyticusL6與發酵豆乳的協同作用有利于提高發酵豆乳的益生功效，后續將開展體內實驗，進一步確定酸豆奶對腸道菌群的改善作用。