六溴環十二烷（HBCDs）異構體及對映體的植物富集、傳輸、修復及毒性研究進展＊

武 彤 楊 妹 李茜茜 劉子鑫 崔建升 鮑曉磊 郎子炎

（1.河北科技大學環境科學與工程學院，石家莊，050018；2.河北省藥用分子化學重點實驗室，石家莊，050018；3.河北科技大學理學院，石家莊，050018；4.河北化工醫藥職業技術學院，石家莊，050030）

六溴環十二烷（HBCDs）是繼多溴聯苯醚（PBDEs）和四溴雙酚A（TBBPA）之外的全球第三大溴代阻燃劑[1]，主要應用于建筑、紡織、電子等行業，作為添加劑加入到發泡聚苯乙烯泡沫塑料（EPS）、擠塑聚苯乙烯泡沫塑料及其阻燃微粒材料中.2001年，HBCDs 全球使用量達16700 t，2006年增至21591 t，2011年達到31000 t，我國作為HBCDs 的主要生產國，每年的產量約18000 t.根據歐洲化學品管理局，每年大約有3141 kg 的HBCDs 釋放到環境中，其中50%存在于廢水中，29%進入地表水，21%排放到空氣中.HBCDs 具有半揮發性、環境持久性、遠距離遷移性等特性，使其在各種環境介質中被廣泛檢出，在2013年，HBCDs 被列入斯德哥爾摩公約受控名單[2]，我國也于2017年將其列入《優先控制化學品名錄（第一批）》.盡管很多國家禁止或限制HBCDs 的使用，但為了給行業足夠的時間尋找替代品，HBCDs 仍要繼續使用到2024年[3]，因此其對生態環境及人類健康的不利影響還將持續很長時間.

HBCDs 具有6 個立體中心，理論上可以形成16 種立體異構體.商用HBCDs 主要含有α-、β-和γ-HBCDs 等3 種異構體，每種異構體含有一對對映體[4].不同構型的HBCDs 經歷生物化學過程時，其異構體或對映體可能發生不同的行為，產生不同的生物學效應和環境效應[5?8].與β-和γ-HBCDs 相比，α-HBCD 具有較高的溶解度和較低的辛醇-水分配系數（lgKow），高溫熱重排混合物中α-HBCD 占比較高[9]；在厭氧條件下，α-HBCD 的降解速率比γ-HBCD 慢[10]；高溫和日光催化下均可發生γ-HBCD 向α-HBCD 異構體的轉化[11].大量研究也發現在生物體中α-HBCD 為主要存在的異構體，在適當的條件下，對映體之間亦可發生異構化行為，在玉米根中就曾檢測到（±）-β-和（±）-γ-HBCDs 向（-）-α-HBCD 的對映體選擇性轉化，其中（-）-γ-HBCD 轉化率較高[12].

作為疏水型脂肪族溴代阻燃劑，HBCDs 易通過揮發、滲出等方式釋放到環境中[13].1997年，Sellstrom 等[14]首次在瑞典河流中檢測到HBCDs，之后HBCDs 在不同的非生物介質（大氣[15]、灰塵[16]、地表水[17]、沉積物[18]和土壤[19]等）中被廣泛檢出，甚至北極地區也發現了HBCDs 的存在[20].隨之，在生物體（魚[21]、鳥[22]、植物[23]、小龍蝦[24]、牡蠣[25]、蚯蚓[26]、胎盤[27]及母乳[28]等）及食物鏈中的HBCDs 也引起了國內外學者的廣泛研究.目前，關于HBCDs 在環境中的富集遷移及動物毒理學研究報道較多[21,29?35]，但其在植物中的研究十分有限[36?38].有機污染物的植物吸收、累積、轉化及毒性研究對于認識其遷移行為、評價其在生態系統的污染風險及其對食物鏈的潛在危害均有重要意義.植物是生物圈的重要組成部分，通過呼吸作用及根系的吸收從空氣和土壤中獲得養分的同時，也會對包括HBCDs 在內的污染物進行富集，并通過食物鏈逐級放大，進而對人類健康及生態安全產生影響.不同HBCDs 異構體和對映體會被陸生[39?42]和水生植物[37,43]吸收富集，在轉運和代謝等生理過程中發生選擇性降解和構型轉化[5,44]，從而改變HBCDs 異構體和對映體的組成比例，目前植物中關于對映體水平的污染檢測研究還很匱乏.HBCDs 進入植物體后會對其生長發育產生抑制[45]，破壞植物體內氧化平衡，誘導過量活性氧（ROS）產生[45]，改變DNA 結構，產生基因水平損傷[46]等.目前關于植物中HBCDs 的研究多關注α-、β-和γ-HBCDs，其它異構體很少在環境植物中被檢出，也未見其它異構體對植物毒性效應的相關研究.Huang 等[42]曾在中國北方塑料垃圾回收地土壤中檢測到較低水平的δ-和ε-HBCDs，而在同位點的植物中則均未見檢出.總之，植物中HBCDs 的相關研究還需不斷探索.本文對HBCDs 的植物提取與分析方法、植物污染現狀、傳輸行為和植物降解以及HBCDs 的植物毒性效應進行梳理和分析，并展望了未來的研究方向，為綜合評價HBCDs 的生物有效性、健康風險評價及環境修復提供科學依據.

1 植物中HBCDs 的提取、凈化與分析（Extraction,purification and analysis of HBCDs in plants）

植物中含有多種干擾物質，如色素、纖維素和水等，因此樣品前處理過程非常重要，關系到所得數據的準確性和有效性.目前環境樣品中HBCDs 的前處理方法主要包括：索氏提取法[19,23,39?43]、加速溶劑萃取法（ASE）[37]和超聲波提取法[47?48]（表1）.

表1 植物中HBCDs 的提取凈化及分離分析方法Table 1 Extraction,purification,separation and analysis of HBCDs in plants

目前采用索氏提取法處理植物中HBCDs 的報道最多，多數研究常用丙酮-正己烷作為提取劑，但因提取劑的比例和提取時間的長短不同，提取率也存在差異，Lü 等[23]、Zhang 等[39]和Zhu 等[19]使用丙酮-正己烷（1:1，V:V）分別提取了蔬菜和小麥、胡蘿卜、蘆葦以及冬青、側柏、馬尾松中的HBCDs，提取24 h，提取率分別為93%—128%、76.2%—102.4%和77%—101.1%；Zhu 等[40]和Li 等[43]分別提取了3 種紅樹林植物和松針中的HBCDs，提取48 h，提取率分別為81.8%—116.6%和77%—101.1%；Hu 等[41]提取了樹皮中的HBCDs，提取36 h 后，加標回收率為61%—86%，也有研究[42]使用正己烷-二氯甲烷（1:1，V:V）為提取劑提取植物中的HBCDs，在65 ℃下提取24 h，5 種HBCDs 異構體（α-、β-、γ-、δ-和ε-HBCDs）的加標回收率分別為92.6%±9.5%、90.3%±10.5%、88.5%±12.6%、92.6%±10.9%和89.5%±11.8%.索氏提取法提取成本低，方法簡單，但需較長提取時間（＞8 h）才能達到較高的提取率.相比而言，ASE 法具有提取時間短、提取劑用量少、回收率高的優點.Li 等[37]采用ASE 法提取了柏樹、蘆葦、堿蓬草中的HBCDs，130 ℃下吹掃120 s 靜置8 min，回收率達到83.5%；Zhu 等[49]采用ASE 法提取了苔蘚、地衣中的HBCDs，兩種植物中13C-HBCDs 的平均加標回收率分別為83%±16%和93%±14%.由于設備昂貴，目前采用ASE 提取植物中HBCDs 的研究還相對較少.超聲波提取法亦具有提取效率高、提取時間短等優點，且操作裝置簡單，但有研究[50]表明，超聲溫度過高時，提取劑出現揮發現象，攜帶提取物質流出，造成損失，另外超聲時間過長可能會造成HBCDs 降解.武等[47]使用乙酸乙酯作為提取劑提取了7 種陸生植物中的HBCDs，超聲提取2 次，每次50 min，13C-HBCDs 加標回收率為79.0%—81.3%；Zhang 等[48]使用丙酮作為提取劑提取藻類中的HBCDs，超聲處理10 min 以破壞細胞壁促進提取，3 種異構體的提取率分別為83%±3%、85%±5%和87%±4%；Kim 等[51]使用正己烷-二氯甲烷（1:1，V:V）為提取劑提取了苔蘚、地衣中的HBCDs，提取3 次，每次30 min，3 種異構體的平均回收率為55%、84%和72%；Wu 等[45]使用乙酸乙酯提取了玉米中的HBCDs，60 ℃下超聲提取2 h，提取率在79.9%—136%之間.上述提取方法中采用的提取劑各有不同，溶劑配比亦有差異，總體均是選用與HBCDs 極性相近，對其溶解度大，對雜質成分溶解度小的溶劑.從提取效率看，除了溶劑的選擇，提取溫度和時間也有很大影響，導致各方法的提取率存在差異.

提取后的樣品中一般含有復雜的干擾組分，提取液需要經過有效凈化后才能進行儀器分析.目前植物樣品的凈化方法主要為柱層析法，常用的凈化柱有硅膠/氧化鋁柱[42,51]、復合硅膠柱[20,37,43,47,49]以及成品活性硅膠柱[19,23,33,40,48]，根據分析物的極性不同其在硅膠顆粒上停留時間產生差異而實現分離[52].硅膠/氧化鋁柱和復合硅膠柱常用填料包括氧化鋁、中性硅膠、酸性硅膠、堿性硅膠以及無水硫酸鈉等.氧化鋁常用來去除植物中的色素，酸性硅膠用于去除植物中的脂質[19,33,43,49,53]，中性硅膠對各種填料起到間隔作用，無水硫酸鈉干燥有機相中殘留的水分.研究者往往會根據樣品的實際情況來選擇上述填料的種類、比例和容量，以達到有效凈化的目的.也有研究[19,23,33,40,48]使用成品活性硅膠柱對植物樣品進行凈化，多采用德國生產的CNWBOND HC-C18 SPE 小柱（500 mg，3 mL/50 pcs），正己烷和丙酮依次進行洗脫，流程簡單操作方便，大大減少實驗用時，但由于價格昂貴，目前更多研究者[20,37,43,47,49]選擇自制復合硅膠柱.

目前植物樣品中HBCDs 的儀器分析主要采用液相色譜-質譜聯用法（LC-MS）[23,41,48]和液相色譜-串聯質譜法（LC-MS/MS）[8,23,37,42,47,54?55]，電噴霧負電離（ESI-）模式[19,38,40,47]進行測定，常用C18柱[23,37,39,41?43,48?49,51]和Nucleosilβ-PM 手性柱（德國，MN）[27,39?40,42?43,47,56]分別分離HBCDs 異構體和對映體.Li 等[43]使用HPLC-MS 在XDB-C18 柱對HBCDs 異構體進行分析，甲醇:水（9:1，V:V）和乙腈為流動相進行梯度洗脫，ESI-源采用選擇性反應監測模式（SRM）進行檢測，成功實現了α-、β-和γ-HBCDs 的基線分離.Zhu 等[19]采用LC-MS/MS 檢測了天津市某EPS 原料制造廠附近植物樣品中HBCDs，選擇在Nucleosilβ-PM 手性柱得到3 對對映體濃度，闡述了HBCDs 對映體的植物選擇性富集行為.Huang 等[42]采用UPLC-MS/MS，Waters Acquity C18 柱和Nucleosilβ-PM 手性柱，分離檢測了華北地區塑料垃圾回收場植物中的HBCDs 異構體和對映體組成.目前也有少量研究[57?58]使用氣相色譜-質譜聯用技術（GC-MS）在石英毛細管色譜柱上檢測HBCDs.Salamova 等[58]在GC-MS 上，使用Rtx-1614 熔融石英毛細管色譜柱，在電子捕獲負電離源（ECNI），SIM 模式下分析檢測了全球14 個地區樹皮樣本中的∑HBCDs 含量，但在氣相色譜分離和質譜定性和定量分析過程中會涉及到較高梯度升溫和質子化溫度，這將不利于手性構型的分析.有研究表明，當溫度達到160 ℃時，HBCDs 的3 種異構體間會相互轉化，溫度超過240 ℃時，HBCDs 還會發生脫溴現象，因此，盡管GC-MS 具有檢出限低、精密度高、便捷有效等優點，但不能用于HBCDs 對映體檢測，無法全面分析HBCDs 立體構型的污染狀況.LC-MS 可以有效分離HBCDs 異構體和對映體，能夠獲得更多HBCDs 在植物中的污染分布信息，該方法更有利于綜合全面評估HBCDs 的環境風險.

2 植物中HBCDs 的污染現狀（Contamination status of HBCDs in plants）

2.1 ∑HBCDs 污染分布

目前針對HBCDs 生產工廠、電子垃圾拆解地、垃圾堆放場等典型污染源周邊的植物污染已有諸多文獻報道，通常情況下，生產或使用HBCDs 的工廠附近植物中HBCDs 濃度水平較高，比非點源或偏遠地區環境中至少高出1 個數量級以上.Li 等[37]調查了萊州灣HBCDs 生產基地附近柏樹、蘆葦和堿蓬草植物組織中的∑HBCDs，其濃度范圍分別為80264—148957 ng·g?1dw、8.88—160241 ng·g?1dw和207—710 ng·g?1dw.Zhu 等[19]研究了EPS 原料制造廠附近的植物中∑HBCDs 分布時發現，冬青、柏樹和松樹葉組織中的濃度范圍為3.45—2494 ng·g?1dw，葉蠟中為126—101855 ng·g?1dw，枝條中為6.7—1049 ng·g?1dw，樹皮中為3.45—165 ng·g?1dw，且在3 種樹種的不同組織中觀察到顯著的∑HBCDs 濃度梯度（P＜0.01），最高濃度出現在葉蠟中，其次是內葉和枝條，樹皮中濃度最低，在L2 點位采集的松樹組織中，∑HBCDs 濃度在松針蠟中高達101855 ng·g?1dw，內葉中為2238 ng·g?1dw，枝條中為1049 ng·g?1dw，樹皮中為165 ng·g?1dw；同時天津市與萊州灣[37]的調查研究結果均顯示，植物中∑HBCDs 濃度會隨距污染源中心距離的增加呈現快速降低趨勢，并在1 km 左右趨于穩定.在遠離HBCDs 產區的華北地區，Huang 等[42]調查了部分塑料垃圾回收地的植物樣品中∑HBCDs 分布和變化特征，結果顯示∑HBCDs 濃度為3.47—23.4 ng·g?1dw.

隨著氣溶膠的輸送和沉降，HBCDs 能夠遠距離遷移擴散，導致在距離人群較遠的生態保護區甚至極地地區也檢測到HBCDs 的存在.深圳福田自然保護區3 種紅樹林植物中∑HBCDs 的濃度范圍為0.016—194 ng·g?1dw，其中白骨壤中的濃度（17.99 ng·g?1dw）顯著低于海蓮（0.54 ng·g?1dw）和秋茄（0.40 ng·g?1dw）[43].天津大黃堡濕地自然保護區中心地帶的小麥、蘿卜和蘆葦中∑HBCDs 濃度范圍為1.46—27.7 ng·g?1dw，在3 種植物的不同組織中HBCDs 的總濃度呈現出相同的規律，均為葉部高于根部，且均大于根系土中∑HBCDs 的濃度[59].河北白洋淀生態旅游區7 種陸生植物中也發現濃度范圍為n.d.—2.18 ng·g?1dw 的∑HBCDs 污染[47]，淀區內水生植物中∑HBCDs 濃度范圍為n.d.—7.26 ng·g?1dw[38]，其中在后塘點位采集的浮萍中∑HBCDs 濃度最高（7.26 ng·g?1dw），其次為南劉莊采集的金魚藻（6.93 ng·g?1dw）.Kim 等[51]在南極洲的苔蘚、地衣中也檢測到了∑HBCDs 的存在，濃度范圍分別為0.63—960 pg·g?1dw 和0.1—21.1 pg·g?1dw.國外對于植物中HBCDs 的關注較少，目前僅有Salamova等[58]調查了全球包括挪威、印尼、加拿大和美國等12 個城市的40 個樹皮樣本中的∑HBCDs，其中在加拿大安大略省Downsview 檢測到最高濃度為（21.3±7.7）ng·g?1lw（脂重）的∑HBCDs，并且發現多地樹皮樣本中∑HBCDs 濃度與當地人口數量顯著正相關（P＜0.05），說明了人為活動對HBCDs 污染的重要貢獻.

表2 部分地區植物中∑HBCDs 濃度Table 2 The concentrations of ∑HBCDs in plants in some areas

文獻統計結果顯示（表2），植物中∑HBCDs 的濃度受區域、植物種類、植物組織、環境條件等因素影響顯著，不同地區的環境污染水平存在差異，植物對持久性有機污染物的富集能力也存在顯著的物種差異性[60].這可能是由于不同植物釋放的蛋白質、酶、檸檬酸、果酸、葡萄糖、果糖等根系分泌物的種類和數量存在差異，從而影響植物對持久性有機污染物的吸收[61].同時，植物根系分泌物形態易受環境溫度、濕度、酸堿性等的影響，在不同地區這些環境土壤條件存在明顯差異，可能會導致植物對持久性有機污染物的積累不同[62].例如，在菠菜對多環芳烴的吸收研究中就發現，氣溫升高會增強植物光合作用，刺激根際土壤中根系分泌物的釋放，同時增加土壤孔隙水中游離污染物的濃度，進而促進植物體內污染物積累，因此不同環境土壤條件也可能會導致植物體內HBCDs 的積累出現差異.此外，植物對包括HBCDs 在內的有機物吸收和積累的過程中亦會受到植物代謝和生長稀釋等生理過程的影響，這些都會對HBCDs 在植物體內的富集分布造成差異[63].

2.2 HBCDs 異構體的污染分布

商用HBCDs 中主要存在的3 種異構體，其中γ-HBCD 約占總質量的75%—89%，α-HBCD 占10%—13%，β-HBCD 占1%—12%.在環境樣品檢測中，α-HBCD、β-HBCD 和γ-HBCD 也是植物中主要存在的3 種異構體，盡管工業產品中γ-HBCD 含量較高，但在多數野外環境研究的植物樣本的研究中顯示α-異構體占比最高.例如在上海工業區、商業區和居民區的樟腦樹樹皮檢測中發現3 種異構體（α-、β-和γ-HBCDs）均有檢出，其平均貢獻率分別為44%、18%和38%[64].華北地區主要塑料垃圾回收中心的植物樣本中，α-、β-和γ-HBCDs 組成分別為44.8%—88.1%、8.86%—49.3%和n.d—37.3%[42]；在不同植物物種中異構體占比存在顯著差異，菠菜根中α-、β-和γ-HBCD 的貢獻率分別為48.5%、24.4%和27.1%，而大蒜根中的各異構體的貢獻率則分別為56.9%、29.4%和13.8%，可見不同的植物物種有著不同的選擇性富集代謝能力；白洋淀陸生植物中異構體占比也存在顯著的物種差異性，其中α-、β-和γ-HBCDs 的平均貢獻百分比為44.10%、20.95%和34.95%，薺菜中三者的貢獻率分別為56.41%、13.46%和30.14%，而朝天委陵菜中則分別為44.30%、18.01%和37.69%[47]；而在白洋淀水生植物中α-、β-和γ-HBCDs 平均百分比貢獻率分別為35.48%、13.16%、27.36%[38].Zhu 等[40]調查了中國華北、東北、華東、中南、西南、西北和華中7 個區域的松針樣品中HBCD 異構體分布情況，結果顯示α-HBCD 的平均百分比達到65.1%±15%.同時，室內模擬試驗研究也得到了和采樣調研相同的規律.在菜園土、水稻土和赤紅壤3 種土壤中添加HBCDs 暴露培養玉米，玉米中3 種異構體的含量均大致遵循：α-HBCD＞γ-HBCD ＞β-HBCD，地下部的含量大于地上部含量，且積累量隨土壤中HBCDs 濃度的增加而增加[65].HBCDs 在土壤中的歸趨及植物對其行為的影響研究中，單種和混種白菜和蘿卜土培暴露8 周后發現，HBCDs 在白菜和蘿卜中的分布均具有異構體特異性，植物地上部組織中α-HBCD 含量最高，其次為γ-HBCD，β-HBCD 最低[53].將小白菜置于低濃度（0.05 ng·mL?1）HBCDs 異構體溶液中暴露培養，14 d 和30 d時小白菜葉中HBCDs 的積累水平均為α-HBCD ＞β-HBCD ＞γ-HBCD，這與異構體的水溶性相一致[56].黑麥草對HBCDs 異構體和對映體的吸收、異構化和代謝研究中，土培暴露黑麥草8 周，在地下部和地上部均檢測到α-HBCD 的優先積累，其次為β-HBCD[5].有研究表明生物體內的細胞色素P450 會優先代謝β-和γ-HBCDs[66?67]，α-HBCD 代謝較慢，并且α-異構體能顯著抑制玉米細胞色素P450 的活性[44]，因此更有利于α-HBCD 在植物體內的富集.同時，在黑麥草[5]和小麥[68]的暴露研究中均發現，植物組織中β-和γ-HBCDs 可以轉化為α-HBCD，而暴露在α-HBCD 的黑麥草中則未發現異構化產物，這可能也是α-HBCD 在植物體內含量較高的一個重要原因.

迄今為止，也有少量研究發現其他異構體在植物中的優先富集行為.在南極洲采集的苔蘚和地衣中的部分樣品[51]，珠江三角洲蔬菜農場中的蔬菜[23]樣品，以及青藏高原的地衣中[49]均發現γ-HBCD 占據絕對優勢.空心菜的室內盆栽暴露實驗也檢測到γ-HBCD 含量最高，α-HBCD 次之，β-HBCD 最低[65].白菜和蘿卜暴露HBCDs 培養8 周后，植物地下部中γ-HBCD 的相對豐度遠大于α-和β-HBCDs[53].在玉米幼苗暴露于不同濃度HBCDs 的吸收動力學研究中[45]，隨著暴露時間的延長，玉米根部和地上部中β-HBCD 的占比增加，γ-HBCD 的貢獻率減少，α-HBCD 的占比在根中增加，在地上部中減少.暴露96 h后，玉米中HBCDs 濃度達到平衡，在玉米根部和地上部中不同異構體的積累量為γ-HBCD ＞β-HBCD ＞α-HBCD；暴露120 h 后，α-和γ-HBCDs 的比例比暴露溶液中相對減少了38.87%±1.19%和8.56%±0.67%，β-HBCD 相對增加了80.76%±4.56%，表明β-HBCD 更易被玉米吸收和向地上部分傳輸.

綜上所述，植物對HBCDs 的選擇性吸收和轉運存在物種差異性，涉及到植物內部的吸收和轉運、代謝等生理特征.這種差異還可能是由于HBCDs 不同異構體在空氣、水、土壤和沉積物等環境介質中的代謝轉化存在差異，致使其在各介質中的占比不同，進而導致其向植物中的傳遞富集量不同.在環境中，β-HBCD 似乎總是以較小的濃度存在，這可能與工業商品中β-HBCD 占比較低和選擇性代謝有關.目前有關植物HBCDs 非對映異構體的富集機制尚未完全了解，有待進一步研究.

2.3 HBCDs 對映體的污染分布

手性有機污染物一般以外消旋體（對映體分數EF=0.5）形式施用并排放到環境，經歷了富集、降解、生物吸收和代謝等一系列的物理、化學、生物過程后，其對映體組成往往會發生變化，導致特定對映體占比顯著增加，另一對映體占比降低，EF 值偏離0.5.目前關于HBCDs 的環境行為在對映體水平上的研究非常有限，而對植物中HBCDs 對映體的積累分布考察更是鮮有報道.目前的研究表明，手性污染物HBCDs 在植物中的積累和轉運具有對映體選擇性[48,69].Li 等[43]研究了深圳福田保護區的紅樹林植物，在海蓮、秋茄和白骨壤的根、莖和葉中α-HBCD 的EFs 范圍分別為0.451—0.483、0.441—0.470 和0.431—0.472，β-HBCD 的EFs 范圍分別為：0.261—0.461、0.320—0.481 和0.297—0.425，γ-HBCD 的EFs 范圍分別為：0.540—0.565、0.542—0.558 和0.560—0.658，顯示出（-）-α-、（-）-β-和（+）-γ-HBCDs 的優先富集；Wu[70]等在實驗室模擬玉米暴露研究也發現，（-）α-、（-）β-和（+）-γ-HBCD 的生物積累顯著高于其它對映體.目前植物富集HBCDs 對映體的選擇性尚無統一的定論，在不同研究中優勢富集的對映體存在差異[12]（見圖1）.在白洋淀的陸生植物中，多數采樣點位泥湖草等植物樣品中3 種異構體的左旋構型富集濃度顯著高于右旋構型[47]，淀區內的包括荷葉在內的7 種水生植物中，則表現出（-）-α-HBCD 和（-）-γ-HBCD 的選擇性富集濃度較高，β-HBCD 無顯著的對映體選擇性[38].在中國7 個行政區的松針中α-HBCD 的EF 平均值為0.228±0.076（P＜ 0.001），表明了（-）-α-HBCD 的選擇性富集，β-和γ-HBCDs 亦無顯著的對映體選擇性傾向[40].天津聚苯乙烯材料制造廠附近的冬青、柏樹和松樹中，α-和β-HBCDs 均為（+）-構型在植物內葉和枝條組織中優先積累（P＜ 0.05），在冬青和柏樹枝條中（-）-γ-HBCD 優先富集（P＜ 0.05）[19].天津大黃堡地區的蘿卜、小麥和蘆葦中，大部分樣品的莖和葉組織均呈現出（+）-HBCD 的選擇性富集優勢[59].Zhu 等[5]實驗室土培種植黑麥草，暴露培養8 周后α-和γ-HBCDs 在植物根、莖和葉中的EF 值均大于0.5，而β-HBCD 則小于0.5，表現出了（+）-α、（-）-β和（+）-γ對映體的選擇性富集優勢（P＜ 0.05）.

圖1 不同植物中HBCDs 對映體的EFs（“MPR”為紅樹林植物根[43]，“MPS”為紅樹林植物莖[43]，“MPL”為紅樹林植物葉[43]，“BTP”為白洋淀陸生植物[47]，“BAP”為白洋淀水生植物[38]，“EFP”為聚苯乙烯廠附近植物[19]）Fig.1 EFs of HBCDs enantiomers in different plants（“MPR” represents of mangrove plant roots[43],“MPS” represents of mangrove plant stem[43],“MPL” represents of mangrove leaves[43],“BTP”represents of Baiyangdian terrestrial plants[47],“BAP” represents of Baiyangdian aquatic plants[38],“EFP” represents of EPS field plants[19]）

對映體選擇性富集是一個復雜的生物化學過程，受多方面因素影響.通常認為生物介導的過程是影響手性化合物對映體組成的關鍵因素，在植物體中HBCDs 對映體選擇性吸收和酶促轉化等生物過程，導致了特定對映體的優勢累積[4].將玉米幼苗水培暴露7 d 后發現（-）-α-、（-）-β-和（+）-γ-HBCDs 的積累量顯著高于其他對映體，且在玉米根中觀測到除（+）-α-HBCD 外，暴露7 d 后所有對映體均發生了不同程度的異構化作用，其中（-）-γ-HBCD 轉化率最高為90.5%±8.2%，其次為（+）-γ-HBCD[71].植物體內HBCDs 的對映體選擇性降解和代謝亦對其富集水平有著重要影響.Huang 等[71]在暴露HBCDs 的玉米跟中發現了OH-HBCDs、2-OH-HBCDs、OH-五溴環十二烷醇（OH-PBCDs）和2-OH-PBCDs 4 種羥基代謝物，谷胱甘肽（GSH）-HBCD 加合物以及五溴環十二碳?。≒BCEe）和四溴環十二碳烯（TBCDe）2 種脫溴代謝物，解釋了HBCDs 在植物體內的羥基化、脫溴和GSH 加合物合成代謝途徑；并在（+）/（-）-β-或（+）/（-）-γ-HBCDs 對映體處理中，檢測到（-）-α-HBCD 轉化產物，證實了其對映體選擇性異構化行為.玉米細胞色素P450 酶對HBCDs 的體外生物降解研究[44]發現，玉米細胞色素P450 酶降解HBCDs 的反應遵循一級動力學規律，且具有立體選擇性，代謝速率為（-）-γ-HBCD ＞（+）-γ-HBCD ＞（+）-α-HBCD ＞（-）-α-HBCD.HBCDs 對映體的選擇性植物富集，還可能由物種特異性導致.在白洋淀地區采集的植物樣本中中（-）-HBCDs 優先富集[47]，而天津大黃堡地區的蘿卜、小麥和蘆葦中則表現出（+）-HBCDs 的選擇性富集優勢[59].此外，HBCDs 的對映體選擇性植物富集也會受到環境過程的影響，有研究發現高溫環境和日光催化均會促使HBCDs 立體構型的轉化，使得環境中HBCDs 對映體組成發生改變[38].HBCDs 在復雜的環境和生物因素影響下發生立體選擇性行為，導使不同對映體的富集濃度水平存在差異，這種差異性可以通過食物鏈轉移進入營養水平更高的生物體中，進而產生不同的毒性影響，因此，植物體內HBCDs 的立體選擇性行為引起越來越多的關注，關于其選擇性差異的機理探討仍需深入探討.

3 HBCDs 的植物傳輸（Plant transportation of HBCDs）

通過氣溶膠的沉積、濕沉降等自然過程，各種環境介質中的HBCDs 最終將進入土壤環境，土壤是包括HBCDs 在內的大多數有機污染物重要的匯.植物在土壤中普遍存在，是與土壤密切相關的重要生物，HBCDs 在土壤—植物系統的傳輸是其進入食物鏈的關鍵途徑.一般來說，植物可以通過兩種途徑富集土壤中的HBCDs，一種是通過根部吸收進入植物體內，經過蒸騰作用沿木質部向莖葉傳輸[72]，另一種途徑是通過葉片吸收大氣中的HBCDs[65].通常采用植物富集因子和傳輸系數來評估植物的生物富集能力及污染物在植物體內的傳輸能力[47].Zhu 等[5]采用土培方式培養黑麥草暴露8 周后，分別檢測了土壤、植物根部、莖部和葉部HBCDs 的累積濃度，核算出HBCDs 在黑麥草體內的根富集因子（RCFs）、莖傳輸系數（SCFs）和葉傳輸系數（LCFs）.結果表明，HBCDs 在黑麥草根部富集能力較強，莖葉傳輸能力較弱；武彤等[47]研究了白洋淀淀區內6 個采樣點的土壤和植物樣品中HBCDs 的富集傳輸情況，得到RCFs 范圍為0.12—0.93，根部到地上部的傳輸系數（TFs）為0.09—0.81，所有RCFs 和TFs 值均小于1.0，表明HBCDs 在白洋淀淀區植物根部的富集以及從根部到地上部的轉運均有限，其更傾向于在土壤中積累.而Lü等[23]研究了珠江三角洲地區的蔬菜樣品，采用整株植物中的富集水平核算了HBCDs 在各種蔬菜中的生物濃縮因子（BCFs，蔬菜濃度/土壤濃度），其范圍為0.29—19.5，平均值為4.90，約90%的植物樣本BCFs 值大于1.0，這在一定程度上歸因于蔬菜物種對HBCDs 的強吸收富集能力.Zhu 等[69]研究了小麥對HBCDs 異構體的吸收途徑，通過土壤、空氣的單一和混合暴露培養小麥，說明了HBCDs 可通過根部和葉部兩種途徑被小麥吸收.在混合暴露模式下，將d18-HBCDs 添加于土壤中核算了HBCDs 從根部到葉部的轉運量與葉片積累量的比例（Rt），3 種HBCDs 異構體的Rt 值為14.4%—29.8%，表明葉片中的HBCDs 主要是從空氣中吸收的.顯然，不同植物物種對HBCDs 的富集傳輸能力存在很大差異.

HBCDs 在生產、使用和廢棄過程中，會通過工業排污、生活污水等多種途徑進入河湖等水—沉積物系統，由于其高疏水性，極易與固體顆粒（如沉淀物）結合.在水環境中，挺水植物的根或莖扎入底泥中，污染物會隨著其生長過程被吸收進入植物體內.Li 等[37]報道了萊州灣地區蘆葦中HBCDs 的植物富集情況，得到其生物累積因子（BAFs，植物濃度/沉積物濃度）為6.37—111，平均值達到32.9，表明蘆葦對HBCDs 有較強的富集能力.Li 等[43]研究了深圳福田保護區的紅樹林植物以及其根系周圍的沉積物，發現植物中的RCFs 范圍為0.0004—0.43，其中秋茄的RCFs 最高，比海蓮和白骨壤高出兩個數量級，表明相比于海蓮和白骨壤，秋茄對HBCDs 的富集能力較強；TFr-s（莖濃度/根濃度）為4.11—10.6，均高于1.0，表明HBCDs 更易于從根部傳輸轉運到莖部；TFs-l（葉濃度/莖濃度）為0.13—11.7，在白骨壤中TFs-l均大于1.0 說明HBCDs 優先在其葉中積累，而在海蓮和秋茄中TFs-l均低于1，表明HBCDs 更傾向于在海蓮和秋茄的莖中積累.迄今為止，不同的陸生和水生環境研究中植物對HBCDs 的富集傳輸情況存在顯著的差異，可能是植物對HBCDs 積累傳輸能力的物種差異和環境條件影響共同作用的結果.

HBCDs 在植物體系的傳輸存在立體選擇性，盡管相關研究非常有限，但HBCDs 各異構體的植物傳輸探索也受到了研究者們的關注.一般而言，疏水性較弱的有機化合物更易于在植物中傳導，而疏水性較強的有機化合物不易在植物中發生傳導，以根系聚積為主.環境中主要存在的α-、β-和γ-HBCDs 的lgKow存在差異，疏水性較弱的α-HBCD 在植物中更容易發生特定的傳輸和轉運，從而被輸送到地表以上的莖葉組織中，疏水性較強的γ-HBCD 則更易在根部累積.Huang 等[71]通過水培玉米實驗研究了玉米根中HBCDs 異構體的富集，發現HBCDs 異構體的lg RCFs 和lgKow之間呈現顯著的正相關性（P＜ 0.05），說明疏水性更強的γ-HBCD，更容易被植物根部吸收，與上述規律相符.然而，也有研究得到了不同的結論，在Zhu 等[68]小麥吸收HBCDs 的研究中，在封閉室內通過土壤和空氣暴露HBCDs 培養小麥4 周后發現，不同異構體的lg RCFs 與lgKow之間呈現顯著的負相關關系（P＜ 0.05），認為疏水性較弱的α-HBCD 更易在植物根中富集.而Li 等[43]在福田保護區紅樹林植物的研究中分析了3 種HBCDs 異構體的lg RCFs 與lgKow之間的關系，結果發現兩者沒有顯著的相關性（P＞ 0.05）.白洋淀淀區內的不同植物樣本及淀區周邊的玉米和小麥中，HBCD 富集的RCFs 和lgKow之間均無顯著的相關關系[47,73]，但在玉米和小麥中發現TFs 與lgKow存在顯著的負相關性[73]，與疏水性較弱的有機化合物更易于在植物中傳導的規律相符.不同的研究結果差異顯著，甚至完全相反.在實際環境中，HBCDs 的高疏水性使其與土壤或沉積物顆粒緊密結合，在土壤-植物體系中土壤與HBCDs 的結合會大大削弱植物對其的吸收效率[43]，因此實驗室水培模擬很可能與土培模擬結果存在差異.野外環境采樣研究揭示了真實環境中長期動態平衡的結果，受到植物種類、植物體組成部分、植物蒸騰作用強度、生長環境和狀況等多種環境因素的影響[43,47,73]，反映了自然環境中HBCDs 傳輸和轉運的復雜性，各種因素的影響途徑和機理有待結合現實環境開展更深入的探討.

4 HBCDs 污染土壤中的植物修復（Phytoremediation of HBCDs-contaminated soils）

隨著全球工業化和城市化的發展，人們對環境中持久性污染物的擔憂日益加劇，進入環境中的HBCDs 在短期內無法“自凈”，對生態系統及人類造成威脅，目前已有很多研究表明，多種技術可降解環境中的HBCDs[74?83]，如超聲波降解、光催化降解、生物降解等.植物吸收和降解技術被認為是保持環境可持續性的一種可行的選擇.土壤-植物體系HBCDs 的降解包括3 種方式：利用植物根系釋放的酶和根系分泌物進行降解；利用植物與根際微生物之間的協同作用進行降解[65]；以及HBCDs 進入植物體內在酶的作用下被轉化和降解，從而降低土壤中HBCDs 的濃度.

目前，土壤-植物體系中HBCDs 的清除和代謝研究相對較少.據報道，黑麥草土培暴露8 周后，土壤中的HBCDs 濃度降低，在植物根、莖和葉中均檢測到HBCDs 的存在，但黑麥草對土壤中HBCDs 的吸收代謝僅占0.57%—3.15%，表明黑麥草能夠從土壤中吸收HBCDs，但不是修復HBCDs 污染的最佳植物[5].Zhu 等[68]通過土培暴露小麥4 周后發現，HBCDs 可通過根部被小麥吸收，根際（非根際）土壤中α-、β-和γ-HBCDs 的去除率分別為62.4%（39.1%）、61.7%（40.4%）和75.8%（38.2%）；表明種植小麥能促進土壤中HBCDs 的去除，去除率是非種植區的1.5—2.0 倍.同時，β-或γ-HBCDs 在小麥葉片中可轉化為α-HBCD，4 周后生物異構化效率分別達到0.31%—4.80%和0.92%—8.40%.李亞寧等[66]將蘿卜和白菜單種和混種于含有1000 μg·kg?1HBCDs 的土壤中56 d 后發現，單種蘿卜組與白菜組土壤中HBCDs 的濃度均低于80 μg·kg?1，混種組土壤中HBCDs 的濃度約為420 μg·kg?1，且單種組土壤中各異構體的質量濃度均低于混種組（P＜ 0.001），推斷可能是由于植物的種間競爭改變了植物根系分泌物的釋放，直接或間接影響了HBCDs 的吸附行為，從而改變其生物有效性，致使土壤中HBCDs 的濃度變化產生差異.

在土壤-植物系統中添加有機或無機物質以及微生物菌群等可以增加植物對HBCDs 的清除和降解效率.Le 等[84]在土壤中種植煙草35 d，與對照組土壤相比單獨種植煙草可以去除土壤中13%的HBCDs，加入腐殖酸后HBCDs 的去除率達到15%，表明腐殖酸對土壤中HBCDs 的清除有一定的促進作用；體系加入Pd/Fe 納米顆粒后煙草對土壤中的HBCDs 去除率可達41%，表明相比于腐殖酸而言，Pd/Fe 納米顆粒對土壤—煙草體系中HBCDs 去除的促進能力更強；腐殖酸和Pd/Fe 納米顆粒同時加入培養體系后發現，其對土壤中HBCDs 的聯合清除率僅為27%，推測可能是由于腐殖酸能夠增強Pd/Fe 納米顆粒的聚集和腐蝕，從而降低了Pd/Fe 納米顆粒的促進效果.在微生物降解方面，據報道銅綠假單胞菌HS9 是一種HBCDs 代謝菌[85]，可有效促進HBCDs 的降解并將其轉化為TBCDe、二溴環十二烯（DBCDi）和環十二三烯（CDT）.Huang 等[86]通過土壤暴露培養玉米，添加HS9 菌株10 天后使土壤和植物中的HBCDs 濃度分別降低了87.6%和25%；微生物多樣性分析表明，菌株HS9 可以促進植物有益細菌的豐度，從而降低HBCDs 對植物的毒性進而促進植物生長.目前，報道的降解HBCDs 的植物種類還不夠豐富，對更多類型的植物、植物混種方案研究需要進一步開展，使植物降解HBCDs 展現出更大的應用前景.此外，富集HBCDs 的植物需要得到妥善的處理，以免引起二次污染，影響生態系統平衡，進而危害人類自身[87].

5 HBCDs 的植物毒性效應（Phytotoxic effects of HBCDs）

環境中的HBCDs 普遍存在，可通過大氣、水、土壤等多種途徑進入生物體內，經過食物鏈中各級消費者的捕食與被捕食關系而逐級積累放大，產生生態毒性，影響人類健康.植物是生態系統的生產者，食物鏈的基礎，植物對HBCDs 有一定的吸收降解能力，同時植物也會受到HBCDs 的毒性影響.目前關于HBCDs 的植物毒性研究還相對較少.

據報道，HBCDs 會對植物的生長發育產生影響.周耀紅等[6]將植物種子暴露于不同濃度的HBCDs 溶液中，2 d 后發現HBCDs 對蘿卜種子發芽率影響不明顯，但對白菜種子發芽率有顯著抑制作用，隨著HBCDs 處理濃度的增大，菜心、玉米種子的發芽率出現了下降的弱趨勢，總體不明顯.種子萌發需要消耗有機物（包括淀粉、脂肪、蛋白質等），其中種子淀粉是種子中儲存最豐富的物質，HBCDs 對種子萌發具有抑制作用，很可能是HBCDs 破壞了種子中的淀粉或降低了淀粉酶活性[70]所致；5 d 后HBCDs 對菜心和蘿卜的根長有一定的促進作用，而對玉米和白菜的根長則出現低濃度抑制高濃度促進的變化規律，表明HBCDs 對不同植物種子的毒性效應存在差異.Wu 等[45]將玉米種子浸潤于HBCDs 溶液中，種子萌發、根部和地上部的生物量以及長度均受到不同程度的抑制，相對抑制率隨著HBCDs 暴露濃度的增加而增大，當暴露濃度為0.05 mg·L?1時，發芽率、根系生物量、根系長度、地上部生物量及地上部長度的相對抑制率分別為46.54%、32.71%、31.94%、14.04%和11.91%，表明HBCDs 對玉米生長的毒性效應大小為發芽率 ＞ 根系生物量 ＞ 根系長度 ＞ 地上部生物量 ＞ 地上部長度.HBCDs 具有手性結構，研究表明HBCDs 不同異構體和對映體會對植物產生選擇性毒性作用[30].玉米幼苗經HBCDs 溶液暴露培養后，3 種異構體均對玉米的發芽率、根長、根重、苗長和苗重產生抑制，其中α-HBCD 對玉米的生長抑制率最高[30].黑麥草經HBCDs 異構體土培暴露8 周后[5]，其生長受到明顯的抑制作用，且相對抑制率隨暴露時間的增加而增加，黑麥草的整體生物量和組織生物量顯著下降（P＜ 0.01），其中γ-HBCD 抑制率最高，對地上部和地下部的抑制率分別為26.7%±1.1%和30.2%±1.8%；此外HBCDs 暴露還導致黑麥草葉綠素含量（葉綠素a 和葉綠素b）降低，從而引起植物的生理干擾.在對映體水平的研究[7]發現，α-HBCD 對映體水培玉米幼苗后，幼苗的根部和地上部的生物量和長度均受到選擇性抑制，其中（+）-α-HBCD 的損傷作用強于外消旋（rac）-α-HBCD 和（-）-α-HBCD.γ-HBCD 對映體水培暴露玉米幼苗3 d 后[88]，幼苗根生物量、地上部生物量、根長度、地上部長度等生長指標均受到顯著抑制，且抑制率為（+）-γ-HBCD ＞（rac）-γ-HBCD ＞（-）-γ-HBCD.

當植物受到HBCDs 脅迫時，機體內會產生過量的活性氧（ROS），植物內的氧化平衡被破壞，致使植物遭受損傷.Wu 等[45]將玉米水培暴露4 d，當HBCDs 濃度低于0.01 mg·L?1時，玉米體內羥基自由基（·OH）水平受到顯著誘導（P＜ 0.05），并隨HBCDs 暴露濃度的增加呈現先升高后降低的趨勢，表明低濃度下玉米ROS 的生成致使植物發生氧化應激，在較高濃度下自由基的累積引起植物抗氧化系統失活，細胞受損，使ROS 的產生和清除失去活性.武彤等[89]研究了β-HBCD 對玉米的對映體選擇性毒性影響，發芽后的玉米水培暴露3 d 后，（+）-和（rac）-β-HBCDs 可誘導玉米超氧化物歧化酶（SOD）和抗壞血酸過氧化物酶（APX）活性隨暴露濃度先增后降，推測高濃度下可能植物體內其他抗氧化機制被誘發，從而使得其對SOD 和APX 活性影響變??；同時發現（+）-β-HBCD 對植物的毒性高于（rac）-β-HBCD 和（-）-β-HBCD.崔建升等[88]研究了γ-HBCD 對映體對玉米的選擇性氧化脅迫，水培暴露3 d 后亦檢測到玉米組織中SOD 和過氧化物酶（POD）活性隨暴露濃度先增后降，且損傷強度為（+）-γ-HBCD＞（rac）-γ-HBCD ＞（-）-γ-HBCD.HBCDs 對植物不同組織部位的影響存在差異，以上植物發生氧化脅迫的研究中均發現玉米根部的損傷高于地上部.

ROS 的累積與植物細胞脂質過氧化和細胞死亡等諸多有害效應有關[45]，且有機污染物誘導植物體內產生過量的ROS，可改變植物DNA 結構，產生基因水平損傷.Wu 等[45]將發芽后的玉米水培暴露HBCDs 4 d 后，組蛋白H2AX 磷酸化（γ-H2AX）水平受到顯著誘導，當HBCDs 濃度為0.05 mg·L?1，根部和地上部γ-H2AX 含量達到最高，與對照組相比分別增加了23.10%和16.61%，說明DNA 的損傷呈現出隨著HBCDs 濃度的增加而增加的趨勢.武彤等[7]和崔建升等[88]分別研究了α-HBCD 對映體和γ-HBCD 對映體對玉米的選擇性基因損傷，玉米發芽后水培暴露3 d，組織中的γ-H2AX 水平均有所增加，其中（+）-α-HBCD 的損傷作用強于外消旋（rac）-α-HBCD 和（-）-α-HBCD，（+）-γ-HBCD ＞（rac）-γ-HBCD ＞（-）-γ-HBCD.李蝶等[46]提取了植物組織DNA 研究了不同HBCDs 立體構型對玉米基因的影響，發現HBCDs 暴露3 d 后，玉米體內的DNA 穩定性受到顯著影響，基因多態性增加，低濃度下呈現DNA 交聯損傷為主，高濃度下DNA 斷裂損傷比例增加，且DNA 損傷程度隨HBCDs 暴露濃度的增加而增加，抗氧化SOD 系列基因Cu/Zn-SOD、Fe-SOD 和Mn-SOD 的表達量也受到不同程度的誘導和抑制作用，3 個異構體中α-HBCD 對玉米的影響最嚴重，6 個對映體中（+）-α-HBCD 的選擇性影響最大.

綜上所述，HBCDs 會引起植物生長發育遲緩、氧化脅迫和基因損傷等毒性效應.POPs 物質具有生物放大效應，對于生物鏈頂端的人類來說，這些毒性被放大了7 萬倍以上，因此越來越多的研究開始關注植物中存在的HBCDs 對人體產生健康危害的風險.經評估，惠州市、江門市以及廣州市的蔬菜中含有的HBCDs 水平都存在著一定的致癌危險[65]，白洋淀地區種植的玉米中盡管也含有微量HBCDs，但屬于低風險水平，可安全的供當地居民食用[73].認識手性HBCDs 與植物的相互作用為綜合評價其環境和健康風險具有重要意義.

6 研究展望（Research outlook）

作為全球第三大溴代阻燃劑，HBCDs 已在全球范圍的各類環境介質中檢出，并對人體健康和生態系統造成了一定影響.作為新型持久性有機污染物，各國已相繼出臺相應措施限制或禁止HBCDs 的生產和使用，鑒于我國HBCDs 的使用還會延續到2024年，HBCDs 在環境介質中的累積、轉化、遷移以及長期毒性效應仍需進一步研究.盡管我國關于HBCDs 的環境富集和毒性效應已經開展，但關于HBCDs 的植物研究還處于起步階段.隨著研究的深入，人們逐漸認識到HBCDs 不同異構體及對映體結構的環境行為及毒性差異，但是到目前為止有關HBCDs 環境毒性、遷移轉化規律、污染區域的環境修復以及其潛在的長期生態危害性仍存在很多不確定性，尤其關于HBCDs 對映體的植物毒性和遷移尚無統一規律.有關上述問題的工作成果將有利于尋求效率更高的生物治理技術，對評估HBCDs 使用和排放、環境生態損傷及健康影響控制提供基礎數據，并對制定控制對策、污染治理方案和相關法律法規提供科學依據.