飼料中添加N-氨甲酰谷氨酸或?；撬釋﹄s交鱧生長性能、腸道黏膜形態及腸道菌群的影響

李培佳 閆 辰 2 侯冬強 李 敏 彭 凱 黃 文 曹俊明 趙紅霞

(1. 廣東省農業科學院動物科學研究所, 廣東省農業科學院水產研究中心, 廣東省畜禽育種與營養研究重點實驗室,廣州 510640; 2. 華中農業大學水產學院, 武漢 430070; 3. 廣州飛禧特生物科技有限公司, 廣州 510640)

腸道是水生動物消化系統中的重要部位, 在機體營養代謝、免疫調節和營養物質消化吸收過程中發揮重要作用[1]。腸道致病菌及外源性致病性物質會對宿主腸道健康造成影響, 在此過程中, 腸道黏膜可對其進行清除, 以保護腸道健康[2]。機體正常的生長性能與腸道的健康密切相關, 當腸道結構受到有害物質及寄生蟲侵入, 腸道會發生炎癥及一系列的病理反應, 嚴重者會直接影響到腸道的生長發育甚至死亡[3]。水生動物腸道結構及功能的完整性不僅反映腸道正常的消化吸收能力, 同時可以衡量腸道免疫功能的強弱[4]。水生動物腸道內存在大量微生物群落, 微生物與宿主腸道形成一個動態平衡的生態系統, 其中, 腸道菌群的動態平衡與宿主健康密切相關[5]。腸道微生物群可以促進腸道蠕動和營養物質消化, 一旦腸道微生物群失衡, 機體會發生疾病, 如腸炎[6]、腹瀉[7]和腸道應激[8]等。感染腸炎會增加腸道的通透性, 更利于有害物質進入到機體, 因此增強魚類腸道健康是保證魚類正常生長的重要保障。

水生動物生長性能與腸道健康密切相關。近年來, 由于集約化的養殖模式導致養殖密度大和水質環境污染等現象, 引起水生動物腸道疾病, 從而造成生長性能下降[9]。研究表明, 飼料補充?；撬?Taurine)可以顯著增強斑點叉尾鮰(Ictalurus punctatus)生長性能和腸道健康[10]、顯著緩解歐洲鱸(Dicentrarchus labrax)腸道炎癥[11]和顯著增強了鯉(Cyprinus carpio)生長性能、腸道形態結構和消化活性[12]。同時先前本實驗室研究表明, 在雜交鱧飼料中添加N-氨甲酰谷氨酸(N-carbamylglutamic, NCG)可以顯著改善雜交鱧腸道形態結構與腸道菌群豐度[13]。但是, 目前?；撬嵩谒鷦游锬c道菌群方面的研究較少, 關于飼料補充NCG和?；撬釋︳~類腸道結構及腸道微生物群落的影響研究不深入, 開展此方面的研究很有必要。

雜交鱧(Channa maculata♀ ×C.argus♂), 是烏鱧和斑鱧的雜交子一代, 其在生長性能、抗病性和抗逆性方面均優于親本[14]。目前珠三角主要鱧科養殖品種為雜交鱧, 據統計, 2021年珠三角雜交鱧養殖產量達到28.30萬噸[15]。NCG和?；撬嵩谒a動物促生長、提高抗氧化能力和免疫能力方面有大量研究, 但截至目前, 仍沒有關于?；撬釋﹄s交鱧的研究, ?；撬釋λ鷦游锬c道形態結構及腸道菌群的影響少之又少。NCG和?；撬岫季哂性鰪娚L性能、改善腸道結構的功能, 但二者的作用機制是否相似尚不清楚。綜上所述, 本文結合飼料補充NCG和?；撬釋﹄s交鱧生長性能影響的基礎上, 進一步研究NCG和?；撬釋﹄s交鱧腸道形態結構、消化酶活性、抗氧化能力及腸道微生物群落的影響及作用機制, 旨在發現二者作用的異同, 為后續研究提供一定的參考, 本研究對雜交鱧的健康養殖及提高水生動物腸道保護機制方面具有重要的理論價值。

1 材料與方法

1.1 實驗飼料

以玉米蛋白粉、豆粕和魚粉等配制蛋白為44%, 大豆油、磷脂油和魚油等配制脂肪為8%的基礎飼料。分別設計3個實驗組別: 對照組、N-氨甲酰谷氨酸組及?；撬峤M。NCG純度≥98%, 購自亞太興牧(北京)科技有限公司(北京, 中國)。?；撬峒兌取?8%, 購自希杰(沈陽)生物科技有限公司沈陽。本實驗室前期試驗確定雜交鱧飼料精氨酸適宜添加水平為0.03%左右[16], 因此本次試驗飼料NCG添加量為0.03%。研究顯示, 飼料添加1%?；撬崮茱@著提高翹嘴鲌(Culter alburnus)生長性能[17],飼料在不同階段添加1%—1.2%?；撬崮茱@著提高斜帶石斑魚(Epinephelus coioides)增重率[18], 飼料添加1.15%?；撬崮茱@著提高大菱鲆(Scophthalmus maximusL.)增重率[19], 因此本次試驗?；撬崽砑铀綖?%。將不同的原料按照配方進行稱量, 并粉碎過60目篩, 逐級混合后拌水, 采用B20強力攪拌機進行混合, 混合后采用T52型膨化機制成膨化飼料,繼而將磷脂油、豆油和魚油進行混合并噴灑到膨化飼料上, 噴灑均勻后自然風干, 風干后陰涼保存備用。飼料配方如表1所示。

表1 實驗飼料配方及營養成分(干重)Tab. 1 Experimental feed formula and nutrient composition (dry matter, %)

1.2 養殖管理

在廣東省農業科學院動物科學研究所白云實驗基地進行8周養殖實驗, 養殖用水曝氣后使用。從廣州市錦龍漁業有限公司購買雜交鱧魚苗。第一周在2.5 m×2.5 m×1.5 m的暫養網箱中暫養, 每天08:00和16:00飽食投喂基礎飼料2次。暫養結束后禁食24h, 隨機挑選體格均勻(22.02±0.02) g, 活力旺盛的雜交鱧魚苗450尾。5個實驗組, 每個實驗組包含3個重復(50尾), 在1.5 m×1.5 m×1.5 m網箱中進行8周養殖實驗, 每天08:00和16:00飽食投喂實驗飼料2次。實驗期間溶氧濃度8 mg/L左右,pH 8.0左右, 氨氮濃度小于0.1 mg/L, 水溫為25—32℃。

1.3 樣品采集與指標測定生長指標計算公式

式中,F初為初始尾數,F末為終末尾數, CP初為初始魚體蛋白含量, CP末為終末魚體蛋白含量,W為體重,W初為初始魚重量,W末為終末魚重量, CP飼料為飼料蛋白含量,D總為攝入飼料總重,D為飼料攝入量,T為養殖時間。

實驗魚樣品采集與體成分測定在8周實驗結束后, 禁食24h。對每個網箱實驗魚進行測量, 將體重、體長等數據進行匯總, 并統計存活率及消耗飼料量。生長性能計算隨機挑取6尾魚, 放置于冰上迅速進行解剖, 3尾魚全腸進行消化酶和抗氧化指標的測定, 3尾魚后腸進行腸道菌群的測定。10%福爾馬林溶液固定3尾魚的腸道進行腸道切片的制作。飼料及魚體水分采用GB/T 6435-2014法測定、粗蛋白質采用GB/T 6432-2018法測定、粗灰分采用GB/T 6438-2007法測定、粗脂肪采用GB/T 6433-2006法測定、魚體精氨酸采用GB/T 18246-2019法測定。

腸道消化酶和抗氧化酶活性測定淀粉酶(Amylase, AMS)、胰蛋白酶(Tryosim, TPS)、脂肪酶(Lipase, LPS)、γ-谷氨?；D移酶(γ-glutamyltransferase, γ-GT) 、Na+/K+ATP酶(Na+/K+ATPase) 、肌酸激酶(Creatine, CK) 、過氧化物酶(Peroxidase, POD)活性、超氧化物歧化酶(Superoxide dismutase, SOD)活性、過氧化氫酶(Catalase, CAT)活性、總抗氧化(Total antioxidant capacity, T-AOC)能 力、丙 二 醛(Malondialdehyd, MDA)含量及谷胱甘肽過氧化物酶(Glutathione peroxidase , GSH-Px)活性。酶活試劑盒購自南京建成生物工程研究所, 測定步驟、原理和計算公式等參考試劑盒說明書。

腸道切片分析提取固定的腸道, 進行修剪和脫水處理, 采用石蠟包埋, 繼而進行組織切片和染色, 最后封片和鏡檢。鏡檢使用成像顯微鏡并且使用Case Viewer 2.2進行拍攝, 挑選不同的放大倍數中合格的切片并拍攝切片中的腸道病理變化。

腸道菌群采集每個重復組隨機取3尾魚腸道, 立即裝入2 mL凍存管中液氮速凍4h, 放置于-80℃保存, 用于檢測腸道菌群。

生物信息分析以16S DNA“V3+V4”設計引物序列, 引物序列為338F (5′-ACTCCTACGGGA GGCAGCAG-3′) and 806R (5′-GGACTACHVGGGT WTCTAAT-3′), PCR 正式試驗采用TransGen AP221-02: TransStart Fastpfu DNA Polymerase, 20 μL反應體系。采用分類單元(OTU)進行聚類和物種分析,基于OTU進行alpha多樣性分析, 對Coverage指數(Coverage index)測定其物種覆蓋度, 對Chao 指數(Chao index), Ace 指數(Ace index)測定腸道菌群豐度, 對Shannon 指數(Shannon index), Simpson 指數(Simpson index)測定腸道菌群多樣性。Illnmina腸道測序產生凈序列2177059, 平均序列長度450 bp。

1.4 數據分析

使用GraphPad Prism 5 (美國)軟件對數據進行t檢驗和繪制該實驗的結果圖(GraphPad Software U.S.A)。*表示組間差異顯著(P＜0.05),**表示組間差異極顯著(P＜0.001)。所有實驗均獨立重復3次,n=3。

2 結果

2.1 生長性能和體成分分析

與對照組相比, 0.03%NCG組和1%Taurine組PPV顯著升高, FCR和FI顯著下降(P＜0.05), IBW、WGR、FW、SGR、PE和魚體精氨酸含量無顯著性差異(P＞0.05); 與對照組相比, 0.03%NCG 組SR顯著升高(P＜0.05; 圖1)。

圖1 不同實驗組飼糧對雜交鱧生長性能的影響Fig. 1 Effect of different experimental groups of diet on the growth performance of Channa maculate ♀× C. argus ♂

2.2 腸道消化酶活性

與對照組相比, 0.03%NCG組和1%Taurine組雜交鱧腸道淀粉酶和肌酸激酶顯著升高(P＜0.05); 與對照組相比, 1%Taurine組雜交鱧腸道胰蛋白酶、脂肪酶、γ-谷氨酰轉移酶和鈉鉀ATP酶顯著升高(P＜0.05); 與0.03%NCG組相比, 1%Taurine組雜交鱧腸道淀粉酶和鈉鉀ATP酶顯著升高(P＜0.05; 圖2)。

圖2 不同實驗組飼糧對雜交鱧腸道消化酶活性的影響Fig. 2 Effect of different experimental groups of diet on intestinal digestive enzyme activities of Channa maculata ♀× C. argus ♂

2.3 腸道抗氧化酶活性

與對照組相比, 0.03%NCG組雜交鱧腸道總抗氧化能力、過氧化物酶和谷胱甘肽過氧化物酶顯著升高, 丙二醛含量顯著下降(P＜0.05); 與對照組相比, 1%Taurine組雜交鱧腸道胰丙二醛含量顯著下降(P＜0.05); 與0.03%NCG組相比, 1%Taurine組雜交鱧腸道丙二醛含量顯著升高(P＜0.05; 圖3)。

圖3 不同實驗組飼糧對雜交鱧腸道抗氧化指標的影響Fig. 3 Effect of different experimental groups of diet on intestinal antioxidant index of Channa maculata ♀× C. argus ♂

2.4 腸道黏膜病理狀態

各實驗組雜交鱧腸道黏膜層、肌層結構清晰、緊密, 黏膜層絨毛豐富, 較多絨毛上皮與固有層間隙增寬(黑色箭頭), 少量絨毛上皮斷裂(紅色箭頭), 腸腔亦見脫落的上皮細胞團塊(黃色箭頭), 未見其他明顯異常(圖4)。

圖4 不同實驗組飼糧對雜交鱧腸道病理切片的影響(左圖. 原始放大100×; 右圖. 原始放大200×)Fig. 4 Effect of different experimental groups of diet on the expression of intestinal pathological sections in Channa maculata ♀× C. argus♂ (left figure. original magnification 100×; right figure. original magnification 200×)

2.5 腸道結構分析

與對照組相比, 0.03%NCG組雜交鱧前腸肌層厚度、中腸絨毛寬度、中腸肌層厚度和后腸肌層厚度顯著升高(P＜0.05); 與對照組相比, 1%Taurine組雜交鱧前腸絨毛長度、前腸絨毛寬度、前腸肌層厚度、中腸絨毛寬度、中腸肌層厚度、后腸絨毛寬度和后腸肌層厚度顯著升高(P＜0.05); 與0.03%NCG組相比, 1%Taurine組雜交鱧中腸肌層厚度和后腸肌層厚度顯著升高(P＜0.05; 圖5)。

圖5 不同實驗組飼糧對雜交鱧腸道結構的影響Fig. 5 Effect of different experimental groups on intestinal morphology and structure of Channa maculata ♀× C. argus ♂

2.6 腸道alpha多樣性分析

各實驗組Coverage指數均為1.00, 表明測序深度已經完成腸道所有微生物物種檢測, 與對照組和相比, 1% Taurine組雜交鱧腸道Ace指數和Chao指數顯著升高(P＜0.05), 0.03% NCG組無顯著差異性(P＞0.05; 表2)。

表2 不同實驗組飼糧對雜交鱧腸道alpha多樣性的影響Tab. 2 Effect of different experimental groups on the expression of genes related to sugar metabolism in Channa maculata ♀× C.argus ♂

2.7 腸道微生物物種組成分析

雜交鱧腸道微生物在3個實驗組共鑒別出1454個OTU。對照組、0.03% NCG組和1% Taurine組OTU分別有289、332和833, 分別占總OTU的19.88%、22.83%和57.29%。其中1% Taurine組OTU顯著高于對照組和0.03% NCG組(P＜0.05; 圖6)。

圖6 不同實驗組飼糧對雜交鱧腸道微生物物種豐度占比的影響Fig. 6 Effect of different experimental groups on the abundance proportion of intestinal microbial species in Channa maculata ♀×C. argus ♂

如圖7和圖8所示, 在門水平上與對照組相比,0.03%NCG組和1% Taurine組厚壁菌群(Firmicutes)顯著升高, 梭桿菌群(Fusobacteriota)顯著降低(P＜0.05)。在屬水平上與對照組相比, 0.03%NCG組和1% Taurine組支原體屬(Mycoplasmataceae)顯著升高, 梭菌屬(Clostridium)顯著降低(P＜0.05)。

圖7 門水平上的群落豐度占比Fig. 7 Community abundance ratio at phylum level

圖8 屬水平上的群落豐度占比Fig. 8 Community abundance ratio at genus level

雜交鱧腸道微生物在門水平上選取前40個豐度高的菌群進行占比分析, 結果表明, 對照組和0.03%NCG組物種同源性及豐度占比相似, 與1%Taurine組成顯著差異(P＜0.05)。同時觀察到1%Taurine組在厚壁菌群豐度占比最高, 并顯著高于對照組和0.03%NCG組(P＜0.05; 圖9)。

圖9 門水平上前40個腸道微生物熱圖分析Fig. 9 Heat map analysis of the top 40 intestinal microorganisms at the phylum level

選取雜交鱧腸道微生物門水平上前40個菌落對比在線數據庫, 并通過KEGG途徑對每個微生物物種進行功能注釋。結果表明, 雜交鱧腸道微生物的功能主要用于氨基酸的轉運與代謝、糖類及能量的代謝與轉化等(圖10)。

圖10 基于KEGG途徑分析雜交鱧腸道微生物功能預測Fig. 10 Prediction of intestinal microbial function of Snakehead hybrid based on KEGG approach

3 討論

NCG在水生動物體內可有效合成精氨酸、精氨酸作為水生動物必需氨基酸, 對水生動物的生長和維持氮平衡有重要作用[20]。而?；撬嶙鳛樗鷦游矬w內條件性必需氨基酸, 是水產養殖動物不可缺少的營養素[21]。在本實驗條件下, 飼料補充0.03%NCG和1%Taurine雜交鱧PPV顯著升高, FCR顯著下降, NCG組與Taurine組相比, FCR、FI和PPV無顯著差異, 這表明雜交鱧飼料補充NCG或?；撬峥梢燥@著增強蛋白沉積, 提高飼料利用效率, 降低養殖成本。這可能由于外源性補充NCG在水產動物體內內源性合成精氨酸代謝產生一氧化氮和多胺等物質, 一氧化氮促使雜交鱧吸收更多的營養物質,多胺在雜交鱧體內直接促進蛋白質的合成[20]。值得注意的是, ?；撬嵩缭谙惹暗难芯恐斜蛔C明可以作誘食劑, 這也很好地解釋了雜交鱧飼料中補充了?；撬? 促使雜交鱧表現出較高的飼料利用效率和蛋白質沉積率[22]。同時?；撬嶙鳛楹虬被? 在水生動物體內可以促進多胺的合成, 有效合成體蛋白[23]。當然, 這也歸因于?；撬峥梢酝ㄟ^增強腸道消化酶的活性, 從而促進營養物質的消化吸收, 并以最佳的生長性能做出反饋[24]。綜上所述, NCG和?；撬嵩诖龠M雜交鱧生長性能方面作用結果相似,原因可能與NCG和?；撬嵩陔s交鱧體內合成多胺有關, 具體作用機制需進一步研究。

腸道消化酶包括蛋白酶、脂肪酶和淀粉酶, 消化酶與腸道的生長發育相關[25]。Na-K+-ATP酶可調節細胞內外的滲透壓, 促進葡萄糖、氨基酸等物質進入細胞內代謝[26]。γ-GT在主要作用于多肽轉運, 為機體蛋白合成提供原料[27]。肌酸激酶主要與細胞內能量轉運、ATP再生有直接關系[28]。在本實驗條件下, 雜交鱧飼料補充NCG可以顯著提高腸道淀粉酶和肌酸激酶活性, 表明內源性合成精氨酸可以增強雜交鱧腸道消化酶活性, 促進腸道內能量轉運。這與建鯉(Cyprinus carpio var. Jian)[29]研究結果相同。同時觀察到, 雜交鱧飼料補充?；撬峥梢燥@著增高腸道胰蛋白酶、脂肪酶、γ-谷氨酰轉移酶和鈉鉀ATP酶活性, 表明?；撬峥梢燥@著增強雜交鱧腸道消化酶活性, 提高腸道營養物質交換和能量轉化效率, 促進營養物質在消化道內的吸收和代謝,這與黃河鯉[24]的研究結果相同, 同時可以有效地解釋了?；撬犸@著增強雜交鱧生長性能的原因。綜上, NCG和?；撬峥赏ㄟ^提高不同消化酶活性提高腸道能量轉化效率, 促進雜交鱧生長。

水生動物組織結構會受到氧化損傷, 進而影響到水生動物的免疫機能[30]。水生動物在氧化應激損傷過程中, 會釋放氧自由基, 主要包括超氧陰離子和羥自由基, 其能夠導致水生動物組織上皮細胞脂質氧化損傷, 進而產生丙二醛[30]。研究表明, 飼料補充NCG可以顯著增強黃顙魚(Pelteobagrus fulvidraco)血清[31]和團頭魴(Megalobrama amblycephala)[32]腸道抗氧化活性。在本實驗條件下, 飼料補充NCG可以顯著提高雜交鱧腸道總抗氧化能力、過氧化物酶和谷胱甘肽過氧化物酶活性。這可能由于飼料補充NCG內源性合成精氨酸, 進而使機體內谷氨酰胺活性升高, 谷氨酰胺可以作為氧化物質的能量來源, 從細胞中去除氧化化合物, 防止氧化損傷細胞組分[33]。值得注意的是, 飼料補充NCG雜交鱧腸道丙二醛含量顯著下降。丙二醛是脂質過氧化的產物之一, 可導致細胞損傷和功能障礙, 因此, 它被認為是氧化應激的一個強有力的生物標志物[34]。本實驗結果表明, 飼料補充NCG可以有效降低雜交鱧腸道MDA含量, 并有效緩解腸道過氧化造成的細胞損傷, 本實驗結果在團頭魴中也得到證實[32]。同時觀察到, 雜交鱧飼料補充?；撬崮c道丙二醛含量顯著下降。這一點與黃顙魚[35]研究結果相同, 魚類可通過自身酶系統清除氧自由基, 緩解氧化損傷[36]。研究表明, 飼料補充?；撬峥梢蕴岣咧腥A絨螯蟹(Eriocheir sinensis)[37]血清抗氧化活性、顯著提高歐洲鱸[38]腸道抗氧化活性。截至目前, 關于?；撬崤c魚類腸道中抗氧化酶關系研究較少, 更未涉及到抗氧化酶mRNA水平方面的研究, ?；撬峥赡軙ㄟ^影響魚類腸道抗氧化信號分子表達調控機體抗氧化進程, 因此, 在未來的研究中, 開展相關的研究很有必要。

腸道作為水生動物重要的營養物質消化器官,是保證水生動物健康生長的保障[39]。外界環境中的細菌會對腸道結構造成損壞, 引發腸炎及腸道相應部位的損傷[40]。腸炎是水生動物養殖過程中的三大疾病之一, 嚴重危害魚的生長健康[41]。因此,增強魚類腸道健康是保證魚類生長性能的重要保障性因素。腸道絨毛和肌層厚度是保證腸道結構完整發關鍵指標, 完整的腸道絨毛不僅可以促進消化物質的吸收, 更有利于防止有毒物質的入侵[42]。研究表明, 飼料補充精氨酸可顯著增強水生動物腸道絨毛寬度、改善腸道萎縮狀態[43], 飼料補充?；撬峥娠@著增強水生動物腸道消化酶和抗氧化酶活性、緩解腸道氧化損傷[44]。在本實驗條件下, 飼料補充NCG顯著增強雜交鱧前腸肌層厚度、中腸絨毛寬度、中腸肌層厚度和后腸肌層厚度, 飼料補充?；撬犸@著增強雜交鱧前腸絨毛長度、前腸絨毛寬度、前腸肌層厚度、中腸絨毛寬度、中腸肌層厚度、后腸絨毛寬度和后腸肌層厚度。本實驗結果很好地證明了NCG和?；撬嵩谒鷦游锬c道形態結構方面發揮的重要作用。同時觀察到各實驗組雜交鱧腸道黏膜層、肌層結構清晰、緊密, 黏膜層絨毛豐富, 對照組有較多絨毛上皮與固有層間隙增寬, 少量絨毛上皮斷裂, 腸腔亦見脫落的上皮細胞團塊, NCG組這些現象得到緩解, 表明飼料補充NCG內源性合成精氨酸途徑可保護雜交鱧腸道結構完整, 緩解病理損傷。這一原因可能是精氨酸可以促進多胺和生長激素的合成, 多胺對腸道修復起重要作用, 而生長激素能夠顯著減少腸黏膜萎縮,加速受損腸道修復[45]。

水生動物腸道微生物群落從動物出生就在腸道內存在, 是機體內最大的生態系統[46]。腸道微生物群落在腸道內處于動態平衡狀態, 這種平衡對于機體正常生理活動如營養物質消化、代謝和抵御外來病原物質入侵起關鍵作用[47]。腸道微生物群落平衡被打破、其正常的消化功能也會受損甚至引發腸道炎癥等一系列疾病[48]。在本實驗條件下,雜交鱧腸道菌群各實驗組Coverage指數均為1.00,表明測序深度已經完成腸道所有微生物物種檢測。雜交鱧飼料補充?；撬崮c道Ace和Chao指數顯著升高, 表明?；撬岬难a充顯著增加了腸道菌群的豐富度, 改善了腸道菌群的穩定性。同時觀察到,飼料補充?；撬犭s交鱧腸道菌群OUT占比為57.29%,顯著高于對照組和NCG組, 這表明?；撬岵粌H可以增強雜交鱧腸道菌群的豐富度, 更有效地增多了雜交鱧腸道微生物的數量, 保護腸道健康。

本實驗通過在門水平上選取前40個豐度高的菌群進行占比分析, 結果表明, ?；撬峤M與對照組間的微生物組成存在顯著差異性, 并顯著高于對照組, NCG組和對照組間腸道微生物物種同源性及豐度占比相似。值得注意的是, 飼料補充NCG和?；撬犭s交鱧腸道厚壁菌門顯著升高, 梭桿菌門顯著降低。厚壁菌門是腸道中存在的主要細菌, 也是雜交鱧腸道微生物的優勢菌群, 厚壁菌群的升高對腸道健康至關重要[49]。梭桿菌門可以從膳食纖維或淀粉中釋放能量, 但在分解蛋白過程中也會致使有毒產物的釋放[50]。同時觀察到, 飼料補充NCG和?；撬峤M腸道微生物群支原體屬顯著升高, 梭菌屬顯著降低。結果表明, 飼料補充NCG或?；撬峥梢燥@著增強腸道微生物的多樣性和豐富度, 促進腸道生長,維持腸道微生物群落動態平衡, 保護腸道健康。同時選取雜交鱧腸道微生物門水平上前40個菌落對比在線數據庫, 并通過KEGG途徑對每個微生物物種進行功能注釋。結果表明, 雜交鱧腸道微生物的功能主要用于氨基酸的轉運與代謝、糖類及能量的代謝與轉化等, 這些預測結果與NCG和?；撬釋λ鷦游锏拇偕L、增強消化酶和抗氧化酶活性和改善免疫調節能力相同。

4 結論

飼料中添加0.03% NCG或1% Taurine可顯著提高雜交鱧蛋白質沉積率、提高腸道消化酶活性(淀粉酶和肌酸激酶)、改善腸道結構(前腸肌層厚度、中腸絨毛寬度、中腸肌層厚度和后腸肌層厚度)、增強腸道菌群豐度(厚壁菌群和支原體屬), 顯著降低飼料系數和腸道丙二醛含量、顯著降低腸道梭桿菌群和梭菌屬豐度。此外, 飼料中添加0.03% NCG可顯著提高雜交鱧腸道總抗氧化能力(過氧化物酶和谷胱甘肽過氧化物酶)并顯著緩解腸道病理狀態,飼料中添加1%Taurine可顯著提高雜交鱧腸道消化酶活性(胰蛋白酶、脂肪酶、γ-谷氨酰轉移酶和鈉鉀ATP酶)、改善腸道結構(前腸絨毛長度、前腸絨毛寬度和后腸肌層厚度)并顯著增強腸道菌群豐度。結果表明飼料中添加NCG在增強腸道抗氧化活性, 緩解腸道氧化損傷方面優于添加?；撬? 但飼料添加?；撬峥梢栽鰪娔c道消化酶活性, 促進腸道生長, 其作用效果優于補充NCG。