酶法制備瓜爾膠水解物的體外酵解特性分析

王金夢，孫春曉，吳勃，，王云龍，丁文濤，3，郭慶彬，3*，王昌祿，3*

（1.天津科技大學 食品科學與工程學院，天津 300457；2.杭州保安康生物技術有限公司，浙江 杭州 310014；3.天津科技大學 省部共建食品營養與安全國家重點實驗室，天津 300457）

瓜爾膠（guar gum，GG），又名瓜爾豆膠，是一類天然的半乳甘露聚糖。瓜爾膠主鏈的甘露糖通過β-（1，4-）糖苷鍵連接，側鏈的半乳糖通過α-（1，6-）糖苷鍵連接在主鏈上，甘露糖和半乳糖的摩爾比約為2∶1。瓜爾膠的平均分子量為250～5 000 kDa，可用作食品添加劑、藥物載體、飼料黏合劑等。然而，將高分子量的天然瓜爾膠添加到動物飼料中，可引起某些單胃動物的不良反應，這與胃腸中食糜黏度增加有關，限制了其在飼料工業中的應用[1]。因此，需要對瓜爾膠進行降解改性，提高實用價值。

瓜爾膠的降解改性主要有物理法、化學法和酶法3 種。物理法主要有熱處理[2]、微波[3]、輻照[4]和超聲降解[5]等方法。物理法對降解產物的成分和性質的影響較小，但難以控制產物的聚合度，不能徹底降解，易造成原料浪費?；瘜W法主要包括氧化降解法和酸降解法[6]。氧化降解法多采用氧化劑，如過氧化氫、過硫酸鉀等進行氧化降解。酸降解法通常采用硫酸、鹽酸等強酸進行降解。降解過程中加入的試劑可能在產物中殘留，對產物的化學成分造成影響。酶法是指通過酶處理瓜爾膠，得到分子量較低的酶解產物，通常采用β-甘露聚糖酶對瓜爾膠進行降解，使主鏈的β-（1，4-）糖苷鍵斷裂，得到瓜爾膠水解物（guar gum hydrolysate，GGH）。與天然GG 相比，GGH 的鏈長縮短，分子量和黏度大大降低，可以作為膳食纖維加以利用。與物理和化學方法相比，酶法反應條件溫和、產物結構可控，且高效、特異性強，能耗低、無污染，是最常用的降解GG 的方法。

多糖的酵解特性與其分子量、溶解度和單糖組成等性質有關。目前，關于分子量和酵解特性的研究報道相對較多。魔芋甘露聚糖經β-甘露聚糖酶降解后，顯著提高了小鼠結腸內的短鏈脂肪酸（short chain fatty acids，SCFAs）濃度，可能是較低分子量的魔芋甘露聚糖更易被結腸微生物酵解[7]。Ho 等[8]通過研究不同聚合度的低聚木糖和多聚木糖的體外酵解特性發現，低聚合度的低聚木糖/多聚木糖更能促進有機酸的產生和雙歧桿菌的生長。

本研究以GG 為原料，通過酶解法制備3 種不同分子量的GGH，采用豬結腸消化物構建體外酵解模型，評價GG 和GGH 的酵解特性，探討分子量對GGH體外酵解特性的影響。通過細菌16S rDNA 擴增子測序分析技術，評估GG 和不同分子量的GGH 在酵解過程中對腸道菌群組成和結構的影響，以期為GGH 的研究和應用提供參考。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

1.1.1 材料

瓜爾膠：北京瓜爾潤科技有限公司；β-甘露聚糖酶（酶A，187.209 9 IU/g）：杭州保安康生物技術有限公司；β-甘露聚糖酶（酶B，117.1032 IU/g）：奕農生物科技有限公司；豬結腸消化物：天津農博養豬場。

1.1.2 試劑

乙醇、碳酸鈉、氯化鈉、硫酸銨、磷酸氫二鉀、氯化鈣、硫酸鎂、硫酸亞鐵、硫酸錳、硫酸鋅：天津市江天化工試劑公司；3，5-二硝基水楊酸（3，5-dinitrosalicylic acid，DNS）試劑、氯化鈷、VB1、VB2、VB6、煙酰胺、泛酸鈣、對氨基苯甲酸、VH、VB12、葉酸、L-鹽酸半胱氨酸、刃天青：北京索萊寶科技有限公司；硫酸、鹽酸：天津市化學試劑一廠；硝酸鈉：天津市大茂化學試劑廠；甘露糖、脂肪酸標品、2-乙基丁酸：美國Sigma 公司。除甘露糖純度為優級純外，其余試劑均為分析純。

1.2 儀器與設備

磁力攪拌器（LP Vortex Mixer）：美國賽默飛世爾科技有限公司；傅里葉紅外光譜儀（IS50）：廣州尼高利科學儀器有限公司；示差高效液相色譜儀（LC-20A）、熱脫附氣相色譜儀（GC2010 Plus）：日本島津公司；搖床（ZWY-103B）：上海智城分析儀器制造有限公司；快速冷凍干燥機（Alpha 2-4 LD plus）：德國CHRIST 公司；冷凍離心機（Avanti J-26 XP）：北京吉艾姆科技有限公司；高壓滅菌鍋（LDZH-200KBS）：上海申安醫療器械廠；厭氧培養箱（YOX-II）：上海新苗醫療器械制造有限公司；pH 計（PB-10）：德國賽多利斯公司。

1.3 實驗方法

1.3.1 GGH 制備

將10 g 瓜爾膠邊攪拌邊加入到100 mL 預熱至50 ℃、含有40 IU/g 的β-甘露聚糖酶溶液中，持續攪拌反應3 h，沸水浴15 min，滅酶活，離心（4 000 r/min，20 min），分離沉淀和上清液，在上清液中加入3 倍體積的無水乙醇，4 ℃靜置12 h，離心（4 000 r/min，20 min），分離沉淀和上清液，濃縮上清液，凍干，得到GGH。根據分子量大小將GGH 分別命名為GGH-1（32.41 kDa）、GGH-2（10.15 kDa）和GGH-3（5.89 kDa），其中GGH-1 為酶A 處理得到的樣品，GGH-2 為酶A和酶B 按照3∶1 體積比混合處理得到的樣品，GGH-3為酶B 處理得到的樣品。

1.3.2 樣品分子量測定

將GG 配制成3 mg/mL 的溶液，酶解得到的不同分子量的GGH 配制成10 mg/mL 的溶液，過0.22μm 濾膜，采用示差高效液相色譜儀進行分子量測定。以不同分子量的葡聚糖為標準品，繪制標準曲線。色譜條件：色譜柱為UltrahydrogelTMDP 120A column（分子量測定范圍10～400 kDa）和UltrahydrogelTM500 column（分子量測定范圍0.1～5 kDa）水溶性凝膠柱串聯；保護柱為UltrahydrogelTMDP guard column；柱溫40 ℃；流動相為0.1 mol/L 硝酸鈉溶液；流速0.6 mL/min；進樣量20μL。

1.3.3 豬結腸消化物的制備

新鮮的豬結腸消化物取自6 只健康大豬供體，大豬在近6 個月內未有抗生素治療史。將收集到的豬結腸消化物等量混合，保存在-80 ℃冰箱待用。

1.3.4 厭氧培養基的配制

根據表1 制備厭氧培養基。

先將成分1 溶于995 mL 超純水中，用5 mol/L 鹽酸調節pH 值為6.8，將溶液轉移至1 L 棕色瓶中，超聲除氣泡。超聲結束后，充入氮氣，121 ℃滅菌20 min。再將成分2 溶于5 mL 超純水中，過0.22μm 無菌濾膜除菌，充入氮氣。最后，在厭氧箱中將成分1 和成分2 溶液混合。

1.3.5 體外模擬腸道酵解

在體外酵解體系中，將GG 及不同分子量的GGH樣品、豬結腸消化物與厭氧培養基混合。GG 及不同分子量的GGH 樣品作為碳源，濃度為1%（g/mL），豬結腸消化物濃度為10%（g/mL）。參考Ding 等[9]的方法進行實驗，具體如下：在離心管中分別稱取GG 和不同分子量的GGH 樣品各0.06 g，加入6 mL 厭氧培養基，溶解，獲得樣品溶液。在厭氧箱中，稱取0.6 g 豬結腸消化物于離心管中，加入樣品溶液，并充分混勻?？瞻捉M（negative control，NC）只添加0.6 g 豬結腸消化物和6 mL 厭氧培養基，無碳源。

采用封口膜將離心管封口，裝入厭氧袋，在37 ℃、250 r/min 厭氧培養箱中發酵0、6、12、24、48 h，依次取樣。發酵后的樣品在11 000 r/min、4 ℃下離心20 min，分離沉淀和上清液。上清液過0.45μm 無菌濾膜，儲存于-80 ℃冰箱，用于后續pH 值、總糖含量、還原糖含量、分子量、短鏈脂肪酸濃度等指標的測定，沉淀用于腸道菌群的測定。

1.3.6 酵解液分子量測定

酵解液過0.22μm 濾膜后，采用示差高效液相色譜儀進行分子量測定。色譜條件同1.3.2。

1.3.7 酵解液糖含量測定

參考Yin 等[7]的方法，采用苯酚-硫酸法測定酵解液總糖含量。采用3，5-二硝基水楊酸（3，5-dinitrosalicylic acid，DNS）試劑盒測定酵解液還原糖含量。

1.3.8 酵解液pH 值測定

取1～2 mL 上清液于10 mL 離心管中，采用pH 計測定不同發酵時間酵解液的pH 值。

1.3.9 短鏈脂肪酸濃度測定

參考Wang 等[10]的方法對酵解液進行處理，利用熱脫附氣相色譜儀對短鏈脂肪酸濃度進行測定。色譜條件：色譜柱為NukolTMFused Silica Capillary Column（60 cm×0.25 mm×0.25μm）；進樣口溫度200 ℃；火焰離子化檢測器（flame ionization detector，FID）溫度250 ℃；H2流速40 mL/min；空氣流速400 mL/min；進樣量1μL。

1.3.10 酵解物腸道菌群檢測

將GG 和3 種不同分子量的GGH 的體外模擬腸道酵解液在11 000 r/min、4 ℃下離心20 min，得到菌體沉淀送檢，進行16S rDNA 宏基因組測序，進行腸道菌群分析。

1.4 數據處理與統計分析

所有實驗均重復進行3 次，數據以平均值±標準差表示。使用SPSS 和Duncan 方法，對數據進行方差分析和多重測試分析，P＜0.05 時表示處理的結果存在顯著性差異。

2 結果與分析

2.1 GG 和GGH 的分子量

根據1.3.2 的方法測定GGH 和GG 的分子量，結果如圖1 所示。

圖1 GG 和3 種GGH 的HPSEC 譜圖Fig.1 HPSEC spectra of GG and three GGHs

由圖1 可知，通過GG 和GGH 的保留時間，計算得到GG 的分子量為790.25 kDa，而GGH-1、GGH-2 和GGH-3 的分子量分別為32.41、10.15、5.89 kDa。與GG相比，GGH 的分子量大幅降低，這是由于β-甘露聚糖酶使瓜爾膠主鏈斷裂，鏈長縮短，聚合度降低，與相關文獻報道一致[11]。

2.2 酵解過程中分子量的變化

對GG 和3 種不同分子量的GGH 接種豬結腸消化物后的酵解特性進行了對比。酵解過程中樣品的分子量變化如圖2 所示。

圖2 酵解過程中分子量的變化Fig.2 Changes of molecular weight during fermentation in vitro

圖2 中34.9 min 處的峰來自于豬結腸消化物和厭氧培養基中的物質，出峰時間晚于樣品，因此，不影響酵解過程中樣品分子量的檢測。由圖2（b）可知，酵解到6 h 時，GG 的分子量由最初的790.25 kDa 降至96.8 kDa。3 種GGH 也被快速發酵，到12 h 時，其分子量分別為8.5、4.7、4.2 kDa。酵解進行到24 h 時，樣品分子量進一步降低，且樣品峰的比例持續降低，表明在體外模擬酵解過程中，腸道微生物可以持續利用GG和不同分子量的GGH 作為碳源進行酵解。酵解48 h時，樣品分子量變化很小，說明樣品基本完成酵解。在體外酵解模型中，GG 和不同分子量的GGH 可以被腸道菌群酵解利用，生成小分子的代謝產物。其他的多糖，如阿拉伯木聚糖[12]、羅望子多糖[13]、雪菊多糖[14]等也表現出相同的趨勢。多糖的酵解特性與溶解度、單糖組成等理化特性有關。溶解度高、聚合度低的多糖發酵速率高，主要在結腸近端發酵，而不溶性和高聚合度的多糖發酵速率較低，在結腸遠端發酵[15]。因此，為了延長發酵時間，需要進一步研究多糖的酵解特性，以確定最有利的理化特性。

2.3 酵解過程中糖含量的變化

腸道微生物可以產生糖苷水解酶來破壞碳水化合物中相應的糖苷鍵，并逐漸利用產生的寡糖，從而導致酵解體系中總糖含量降低，因此，可以通過糖含量的變化來確定碳水化合物的發酵程度。體外酵解過程中總糖和還原糖含量的變化如圖3 所示。

圖3 酵解過程中糖含量的變化Fig.3 Changes of sugar content during fermentation in vitro

由圖3（a）可知，在酵解過程中，空白組總糖含量幾乎無變化，而實驗組的總糖含量隨酵解時間延長均呈快速下降趨勢。到發酵結束時，GG 由最初的（4.55±0.29）mg/mL 降至（0.18±0.02）mg/mL；GGH-1、GGH-2和GGH-3 則分別由（6.14±0.13）、（6.44±0.19）和（6.13±0.11）mg/mL 降至（0.72±0.05）、（0.86±0.01）和（0.68±0.03）mg/mL?？偺呛拷档?，說明GG 和不同分子量的GGH 可以作為碳源供腸道微生物酵解利用。

從圖3（b）可知，在整個酵解過程中，除空白組的還原糖含量幾乎無變化外，實驗組的還原糖含量均呈現出先增后減的趨勢，均在酵解12 h 時達到峰值，說明微生物可以酵解利用GG 和不同分子量的GGH，導致其分子中的糖苷鍵斷裂，生成小分子糖，并進一步利用小分子糖，產生代謝物質。其中GGH-3 在12 h 時還原糖含量達到最大值（1.50±0.08）mg/mL，與GGH-1、GGH-2 接近，顯著高于GG 處理組（P＜0.05）。12～48 h內，實驗組還原糖含量迅速降低，可能是由于樣品本身含有的還原糖以及酵解過程中產生的還原糖被微生物利用。鐵皮石斛多糖在體外酵解過程中糖含量也表現出類似的變化趨勢，多糖不斷被結腸微生物酵解，總糖含量逐漸降低，還原糖含量先增后減，說明多糖可以作為碳源被腸道微生物利用[16]。

2.4 酵解過程中pH 值的變化

pH 值可以作為體外酵解實驗中的重要指標，反映酵解體系中碳水化合物的利用和有機酸的產生情況。圖4 展示了酵解過程中pH 值的變化。

圖4 酵解過程中pH 值的變化Fig.4 Changes of pH during fermentation in vitro

由圖4 可知，各組初始pH 值均在8.00 以上。隨著酵解的進行，空白組pH 值略降低，從最初的8.13±0.03降至7.38±0.05。GG 和不同分子量的GGH 在0～24 h內，pH 值顯著降低（P＜0.05）。其中6～12 h 內，pH 值的降低速率最快，說明在6～12 h 內微生物酵解GG 和不同分子量的GGH，產生短鏈脂肪酸的代謝活動最為活躍。酵解到48 h 時，各實驗組的pH 值變化趨于平穩，說明GG 和不同分子量的GGH 基本被微生物完全酵解利用，產生短鏈脂肪酸的速度減緩，因此，pH 值基本保持不變。同時，除發酵初始外，實驗組pH 值均顯著低于空白組（P＜0.05），這與Paesani 等[12]研究結果一致。降低結腸和糞便的pH 值，可能對結腸環境有益。酸性環境可以抑制某些致病菌的增殖，從而刺激有益細菌，如雙歧桿菌、丁酸和乳酸發酵細菌的增殖[15]。

2.5 酵解過程中SCFAs 濃度的變化

SCFAs 是微生物酵解多糖產生的主要產物，是重要的能量和信號分子[17]，多糖的理化特性與腸道菌群的酵解代謝有關，從而影響SCFAs 的生成[18]。圖5 展示了體外酵解過程中酵解液的總SCFAs、乙酸、丙酸和丁酸的濃度變化。

圖5 酵解過程中SCFAs 含量的變化Fig.5 Changes of SCFAs content during fermentation in vitro

由圖5 可知，隨著酵解時間的延長，各處理組的總SCFAs 濃度均呈現出逐漸增長的趨勢，說明微生物可以持續利用GG 和不同分子量的GGH，產生低分子量的寡糖或單糖，進而生成SCFAs。酵解6 h 時，GGH-1的總SCFAs 濃度最高，其次是GGH-3 和GGH-2。繼續酵解至12 h，GG 的總SCFAs 濃度迅速升高，為（16.45±3.10）mmol/L，僅次于GGH-1。24 h 時，GGH-2的總SCFAs 濃度從12 h 的（8.91±0.64）mmol/L 增加至（18.60±5.86）mmol/L。酵解結束時，各處理組總SCFAs 濃度均達到峰值。其中，GGH-1 的濃度最高，為（33.46±4.42）mmol/L；隨后依次是GG、GGH-3 和GGH-2，其總SCFAs 濃度分別是空白組的3.04、2.93 倍和2.32 倍。

在體外酵解過程中，乙酸是腸道微生物酵解利用碳水化合物產生的主要產物。GGH-1 的乙酸濃度最高，在48 h 時達到峰值。在酵解過程中，實驗組的乙酸濃度變化趨勢與總SCFAs 濃度變化趨勢基本一致，Reichardt 等[19]研究也證實，半乳甘露聚糖在酵解過程中乙酸形成的動力學與總SCFAs 相似。丙酸濃度也在48 h 時達到最大值，其中，GG 和GGH-3 的丙酸濃度較高。酵解到12 h 時，GG、GGH-1 和GGH-3 的丁酸濃度達到最大值。其中，GGH-1 的產丁酸效果最好，丁酸濃度從發酵初始的（0.35±0.07）mmol/L 增加到（2.91±0.67）mmol/L。

腸道微生物酵解利用多糖產生的SCFAs 對宿主健康有益。在本研究中，產生的SCFAs 以乙酸為主，乙酸不僅可以為心臟、大腦和肌肉供能，而且在糖異生、脂肪生成和膽固醇合成中也起著重要作用[20]。丙酸可以增加葡萄糖攝取和脂肪生成，對脂肪組織有直接的有益作用[21]。丁酸是腸上皮細胞主要的能量來源，在調節腸上皮細胞、T 細胞增殖和腸道免疫應答中發揮重要作用[22]。

2.6 腸道微生物的測定

2.6.1 Alpha 多樣性分析

由2.5 的結果可知，添加GG 和不同分子量的GGH 后，酵解體系中的乙酸、丙酸、丁酸等代謝產物濃度增加，由此推測，在GG 和不同分子量GGH 的酵解過程中，腸道菌群發生了明顯變化，因此，對酵解物進行腸道菌群檢測和對比分析。圖6 為樣品的稀釋性曲線，表2 為各組樣本的Shannon 指數。

圖6 各組樣本的稀釋性曲線Fig.6 Rarefaction curve in various groups

表2 各組樣本的Shannon 指數統計Table 2 Shannon index statistics of intestinal microbiota

稀釋性曲線可以反映數據的合理性和連續抽樣條件下新特征出現的速率。從圖6 中可以看出，隨著測序條數的不斷增加，發現的物種逐漸增多，稀釋性曲線逐漸趨于平緩，說明樣品序列充分，測序數據量合理，能夠反映樣本的腸道菌群分布狀況，可以進行數據分析。此外，Shannon 指數與腸道菌群多樣性呈正相關。在本研究中，空白組的Shannon 指數顯著高于實驗組，可能是由于體外酵解模型缺乏宿主對腸道菌群的調節以及對營養物質的吸收利用[23]，某些菌種在相對匱乏的營養條件下，在對碳源的競爭中處于劣勢，因此，這些菌種的增殖受到影響，導致腸道菌群多樣性降低。

2.6.2 主坐標分析（principal coordinates analysis，PCoA）

PCoA 可以反映主成分對樣本差異的貢獻值，或對群落樣本的解釋度。酵解24 h 后的腸道菌群樣本基于bray-curtis 算法的PCoA 如圖7 所示。

圖7 各組樣本基于bray-curtis 的主坐標分析Fig.7 Principal co-ordinates analysis（PCoA）based on bray-curtis distance in various groups

由圖7 可知，各組內樣本間距離較近，說明組內3 個平行間微生物群落結構相似，平行效果較好。酵解24 h后，實驗組與空白組距離較遠，說明實驗組與空白組的物種組成存在差異。而且，GG 和不同分子量的GGH對于微生物群落結構造成的影響是不同的。與3 種GGH 相比，GG 與空白組之間的距離更近，說明添加瓜爾膠的結腸消化物的菌落結構與空白組更接近，3 種不同分子量的GGH 對菌落結構的影響更大。

2.6.3 門分類水平的物種分布

物種分布柱狀圖可以顯示不同物種在腸道菌群中所占的比例，圖8 為GG 和不同分子量的GGH 酵解24 h 時，對厚壁菌門（Firmicutes）、變形菌門（Proteobacteria）、擬桿菌門（Bacteroidetes）和放線菌門（Actinobacteria）的影響。

圖8 GG 和GGH 酵解24 h 后門水平物種分布的變化Fig.8 Changes of flora on the phylum level after 24 h fermentation of GG and GGH

由圖8 中可知，各組樣品中厚壁菌門和變形菌門的數量占比較高，在90%以上，其中，厚壁菌門的相對豐度最高，均在40% 以上。與空白組相比，酵解24 h后，不同分子量GGH 處理組的厚壁菌門相對豐度減少（P＜0.05），而變形菌門相對豐度大幅增加（P＜0.05）；GG 處理組厚壁菌門相對豐度與空白組相似，變形菌門的相對豐度略增加，但效果不顯著（P＞0.05）。此外，GG 與GGH 處理組的擬桿門豐度均顯著低于空白組（P＜0.05）。

2.6.4 屬分類水平的物種分布

圖9 為GG 和不同分子量的GGH 酵解24 h 時在屬分類水平上對腸道菌群的影響，圖中展示了相對豐度前10 的物種。

圖9 GG 和GGH 酵解24 h 后屬水平物種分布的變化Fig.9 Changes of flora on the genus level after 24 h fermentation of GG and GGH

由圖9 可知，與空白組相比，實驗組均顯著提高了乳桿菌屬（Lactobacillus）的豐度（P＜0.05），GGH-2 和GGH-3 中乳桿菌屬占總種群的比例最大。乳桿菌屬是常見的益生菌，酵解后可產生乙酸、乳酸等酸類物質，在健康機體的腸道中大量存在，不僅可以維持腸道正常生理功能，抑制病原菌生長，而且具有降血壓、降血脂、增強機體免疫等功能，有利于機體健康[24]。此外，實驗組的梭菌屬（Clostridiumsensustricto1）均有所增加，其中GGH-1 組與其他處理組相比差異顯著，這與Fu 等[25]關于瓜爾膠及其不同分子量水解物體外酵解的研究結果一致。Clostridiumsensustricto1是厭氧菌，可以在厭氧條件下利用碳水化合物產生短鏈脂肪酸。同時，實驗組的鏈球菌屬（Streptococcus）均顯著降低（P＜0.05），這可能是導致厚壁菌門相對豐度降低的主要原因。鏈球菌屬中某些菌種對人致病，可引發化膿性炎癥，因此，鏈球菌屬降低是有益的。GG 和GGH-2 處理組的土孢桿菌屬（Terrisporobacter）顯著增加（P＜0.05），GGH-1 和GGH-3 處理組中的Terrisporobacter豐度較低。GG 酵解后腸桿菌屬豐度略減少，但效果不顯著，同時，志賀氏菌屬增加。GGH-1 處理組的志賀氏菌屬（EscherichiaShigella）相對降低，但腸桿菌屬和腸球菌屬顯著增加（P＜0.05）可能對機體產生不利影響。

總體來說，添加GG 和不同分子量的GGH 可以不同程度地改變腸道菌群的組成，增加腸道有益菌，如乳桿菌屬和梭菌屬的相對豐度，抑制鏈球菌屬的增殖，其中，GGH-3 對腸道菌群組成的改善效果最好。添加不同分子量的GGH 均可促進酵解體系中乳桿菌屬相對豐度的增加，其中，GGH-3 促進乳桿菌屬增殖的效果最好，可能與其分子量較小有關。碳水化合物的分子量較大時，不易被腸道微生物利用，而當其分子量降低時，微生物利用率提高，使得某些可以利用碳水化合物的菌種，如乳桿菌屬參與發酵，并產生SCFAs，降低酵解體系的pH 值，抑制某些對酸敏感的微生物的增殖，從而鞏固乳桿菌屬的優勢地位，提高其相對豐度。李雄[26]通過研究不同分子量的脆江蘺低聚糖體外酵解特性發現，與分子量＞10 kDa 和介于5～10 kDa 的脆江蘺低聚糖相比，分子量＜5 kDa 的脆江蘺低聚糖更能促進腸道有益菌相對豐度的增加。李煜[23]關于不同分子量魔芋甘露聚糖益生效果的研究結果表明，不同分子量的魔芋甘露聚糖可以調節腸道菌群組成，在添加不同分子量魔芋甘露聚糖的酵解體系內，乳桿菌屬相對豐度顯著增加，而且魔芋甘露聚糖的分子量越低，促進乳桿菌屬增殖的效果越好。

3 結論

以瓜爾膠為原料，通過酶解法得到了3 種不同分子量的GGH（GGH-1、GGH-2、GGH-3），采用豬結腸消化物構建體外酵解模型，對GG 和3 種不同分子量GGH 的體外酵解特性進行了研究，評估了其在體外酵解過程中對腸道菌群組成和比例的影響。結果表明：在酵解過程中，GG 和3 種GGH 的分子量逐漸降低，總糖含量隨酵解時間的延長呈快速下降趨勢，還原糖含量先增加后減少。酵解體系的pH 值均顯著降低（P＜0.05），GGH-1 顯著促進了總SCFAs、乙酸、丁酸的生成，GGH-3 顯著促進了丙酸的生成。GG 和不同分子量的GGH 均提高了乳桿菌屬和梭菌屬的相對豐度，抑制鏈球菌屬的增長，其中，GGH-3 對腸道菌群的影響最為顯著。后續可以進行體內實驗，進一步驗證其作為益生元進行開發利用的潛力。