不同餌料對大口黑鱸生長性能和腸道微生物的影響

鐘立強 王海驍 王明華* 張世勇 姜虎成 陳校輝*

(1. 江蘇省淡水水產研究所, 南京 210017; 2. 南通市農業農村局, 南通 226000)

大口黑鱸(Micropterus salmoides), 又名加州鱸,原產于北美洲, 是美國重要的養殖和休閑垂釣品種[1]。1983年引入我國廣東后, 因其肉質鮮美、生長迅速、抗病力強, 迅速成為我國重要的特色淡水經濟魚類, 養殖規模和產量不斷擴大, “十一五”末全國產量18.59×107kg, 十三五末增加至61.95×107kg[2,3]。大口黑鱸生性兇猛, 在自然生態系統中是頂級肉食性魚類。因此, 我國大口黑鱸的養殖長期以海水冰鮮雜魚作為主要餌料。然而, 冰鮮魚餌料轉化率低,需求量大, 其野蠻捕撈對近海漁業資源和生態系統造成了難以估量的損失。同時, 在養殖過程中長期大量的冰鮮魚投喂也給養殖水體帶來了巨量的有機質和營養鹽, 導致養殖池塘水體富營養化。此外, 冰鮮魚投喂存在將海水致病微生物和病毒帶入養殖池塘的風險, 給大口黑鱸養殖產業帶來巨大損失的虹彩病毒(Ranavirus)就可能來自海水冰鮮魚[4]。隨著國家推進漁業供給側結構性改革, 實現水產綠色健康養殖的迫切要求, 加快轉變水產養殖方式、持續改善養殖生態環境、提升產業發展質量、全力推進水產養殖業綠色發展的目標已經勢在必行。2020年, 農業農村部決定實施的水產綠色健康養殖“五大行動”中, 配合飼料替代幼雜魚行動方案就包含在內[5]。大口黑鱸養殖配合飼料取代冰鮮魚已經在各主養省份強力開展, 初步統計, 全國配合飼料替代率平均已超70%。生產一線調研發現, 冰鮮魚和配合飼料投喂池塘的產量相當, 配合飼料投喂的魚相對規格整齊, 但冰鮮魚投喂池塘會有一部分魚攝食能力強, 生長快, 可以提前上市, 獲得更高的養殖邊際收益。因此, 配合飼料完全替代幼雜魚的行動存在一定的經濟效益阻力, 依然需要加大推進力度。

大口黑鱸配合飼料的前期研究主要關注于營養需求和飼料配方[6—10], 目的是更好地改進飼料,提高轉化效率。配合飼料投喂對大口黑鱸生長[11—15]、肌肉營養組成[12,13,16]、免疫和消化功能[11,13—15]的研究已經廣泛開展。研究表明餌料能改變魚類的腸道菌群[17,18], 并通過微生物-腸-腦影響魚類的免疫和生長[19,20]。大口黑鱸的投喂研究表明, 與冰鮮雜魚相比, 人工配合飼料降低了大口黑鱸腸道菌群多樣性, 也抑制了擬桿菌等有益菌在大口黑鱸腸道內的分布[21]。但是該研究采用的變性梯度凝膠電泳(PCR-DGGE)技術, 對于腸道菌群只能定性研究,且菌群識別度也存在一定的缺陷。因此, 本研究通過對腸道菌群的16S rRNA的V3?V4區進行Illumina測序, 探討冰鮮魚和配合飼料對大口黑鱸生長性能和腸道菌群的影響, 以期為大口黑鱸配合飼料改進和冰鮮魚替代提供參考。

1 材料與方法

1.1 試驗設置

試驗在江蘇省淡水水產研究所浦口基地開展,選擇標準化養殖池塘6個(面積0.3公頃左右, 水深1.5 m)。5月初, 按22500 條/公頃的密度投放5 cm左右的大口黑鱸苗。試驗設冰鮮魚組(B)、配合飼料組(S)和冰鮮魚配合飼料混合組(H), 每組2個重復。每日早晚兩次投喂, 首月配合飼料投喂量為魚體重4%, 之后逐步下降, 9—10月投喂量為2%, 冰鮮魚投喂量為配合飼料的4倍, 混合組上午投喂配合飼料,下午投喂冰鮮魚。配合飼料為加州鱸膨化配合飼料(浙江欣欣天恩水產飼料股份有限公司), 飼料成分和營養組成為: 粗蛋白≥45.0%, 粗脂肪≥10.0%,粗纖維≤5.0%, 粗灰分≤16.0%, 水分≤10.0%, 總磷=1.0%—3.0%, 賴氨酸≥2.5%。

1.2 樣品采集

試驗養殖周期5個月, 期間所有池塘開展正常養殖管理。10月中旬養殖試驗結束, 饑餓24h后, 每口池塘旋網隨機捕撈15尾個體(每組30尾), 測量體長、體重, 用解剖剪沿肛門向上朝前呈弧形剪開腹腔, 完整取出內臟, 測量內臟、肝臟和魚體空殼重。

每個試驗組取5尾魚, 用消毒后的解剖剪將腸道剪下, 置于酒精消毒過的解剖盤, 酒精棉擦拭腸管外壁后, 收集腸道內容物, 液氮速凍后, –80℃超低溫冰箱保存備用。采水器采集每口池塘3處表層的50 cm水樣, 放入滅菌塑料瓶。水樣放入4℃保溫箱帶回實驗室, 分析時樣品為每組6個點水樣的混合樣。取300 mL混合水樣經0.22 μm的聚碳酸酯膜(Millipore, Cork, Ireland)負壓過濾, 得到3組濾膜樣品(ST), 置于2 mL的無菌離心管, ?80℃超低溫冰箱冷凍保存。

1.3 DNA提取和PCR擴增

水樣濾膜剪碎后, 微生物DNA利用E.Z.N.ATMWater DNA Kit(Omega, USA)試劑盒提取; 腸道微生物DNA使用E.Z.N.ATMSoil DNA Kit(Omega,USA)試劑盒提取, 具體方法參照試劑盒說明書。使用NanoDrop2000對DNA濃度和純度進行檢測。以通用引物338F和806R擴增16S rRNA基因V3—V4區[22], 擴增區域長度約450 bp, 建庫及Illumina Miseq測序在上海美吉生物醫藥科技有限公司完成。

1.4 數據處理

生物信息學分析前, 先用Trimmomatic軟件對原始數據進行質控, 再用FLASH軟件完成序列拼接。生信分析利用上海美吉生物醫藥科技有限公司生信云平臺完成(http://www.i-sanger.com/)。使用UPARSE軟件(7.1)將序列以97%的相似性進行OTU聚類。利用RDP classifier(V2.2)對序列進行物種分類注釋, 比對參考數據庫為Silva_13816S rRNA database[23], 統計微生物分類水平的組成。后續分析前, 根據最少序列數進行抽平。利用Mothur軟件(V 1.30.2)評估微生物群落的α多樣性; 非度量多維尺度分析(NMDS)評估微生物群落的β多樣性。通過多物種線性差異判別分析(LEfSe), 找出不同投喂組顯著性差異的菌群[24]。利用PICRUSt菌群代謝功能預測工具與基因功能譜數據庫進行比對, 推測微生物群落的功能類別豐度信息[25]。

1.5 計算公式

增重率(Weight growth rate,WGR, %)=100×(末體重–初體重)/初體重;

特定生長率(Specific growth rate,SGR, %/d)=100×(ln末體重–ln初體重)/試驗天數;

飼料系數(Feed Conversion Rate,FCR)=飼料投喂量/(末體重–初體重);

肥滿度(Condition factor,CF, g/cm3)=100×魚體重/魚體長3;

肝體比(Hepatosomatic index,HSI)=100×肝臟重/魚體重;

臟體比(Viscerasomatic index,VSI)=100×內臟重/魚體重;

空殼體質比(Deinternal organ rate,DOR)=100×空殼重/魚體重。

1.6 數據分析

相關數據采用平均值±標準誤表示, 采用SPSS 20.0 統計軟件以飼料為單因素作方差分析(Oneway ANOVA), 統計顯著水平設定為P<0.05。

2 結果

2.1 不同餌料對大口黑鱸生長的影響

表1顯示, 配合飼料組試驗魚的末均重、體長、增重率和特定生長率均顯著低于冰鮮魚組和混合投喂組(P<0.05), 混合投喂組最后養成規格最大, 生長速度也最快, 但與冰鮮魚組差異不顯著(P>0.05)。餌料系數配合飼料組則顯著低于冰鮮魚和混合投喂組(P<0.05)。在3組魚中, 冰鮮魚組的個體肥滿度最高, 顯著高于配合飼料組(P<0.05); 混合投喂組居中, 與其他兩組無顯著差異(P>0.05)。而臟體比剛好相反, 配合飼料組最高, 混合投喂組居中, 兩組都顯著高于冰鮮魚組(P<0.05)。肝體比則是配合飼料組最高, 冰鮮魚組其次, 混合投喂組最低, 3組間存在顯著性的差異(P<0.05)。

2.2 測序數據和多樣性

Illumina測序共獲得909538條序列, 平均每個樣品有50529條序列, 序列平均長度為440 bp。按97%相似度聚類后得到2418個OTUs, 分屬于38門、108綱、248目、428科、 892屬、1467種。

稀釋曲線分析中所有樣本的都接近平緩, 表明測序深度能夠反映每個樣本細菌群落的生物信息。選取Ace指數、Chao1指數、Shannon指數和Simpson指數反映試驗大口黑鱸腸道菌群的α多樣性, 結果顯示, 配合飼料投喂組Ace指數和Chao1指數最高, 即其腸道菌群物種的豐富度最高, 冰鮮魚組最低, 混合投喂組居中; 但冰鮮魚組Shannon指數最高、Simpson指數最低, 腸道菌群多樣性最高, 配合飼料投喂組次之, 混合投喂組最低(表2)。

表2 樣品序列數統計及菌群多樣性分析Tab. 2 Numbers of reads and diversity indexs of different samples

非度量多維尺度分析(NMDS)展示不同投喂組大口黑鱸腸道菌群的β多樣性。從NMDS分布圖可見(圖1), 所有分組的樣本呈現出較好聚類趨勢, 所有組別可以明顯區分, 同一組別內的樣品間距離更近, 其微生物群落也更相似(R2=0.4366,P=0.001)。NMDS分析的stress值為0.131表明排序結果相對可靠。

圖1 大口黑鱸腸道菌群NMDS排序圖Fig. 1 NMDS plot of the compositional dissimilarities of the bacterial communitiesB. 冰鮮魚組; S. 配合飼料組; H. 混合投喂組; ST. 養殖池塘水體B. Frozen fish group samples; S. Formulated feed group samples;H. Group samples; ST. Water samples of three ponds

2.3 腸道微生物群落組成

韋恩圖表明, 不同投喂組大口黑鱸腸道菌群樣本中OTU數量從高到低為冰鮮魚組>混合投喂組>配合飼料組, 且3組魚類腸道菌群的OTU數量遠高于養殖池塘水體菌群(圖2)。4組樣本共享的OTU150個, 占全部OTU的6.20%, 而3個投喂組大口黑鱸腸道菌群間共享OTU為206個, 占比8.52%。3個投喂組之間, 冰鮮魚組和混合投喂組共享OTU最多, 為159個, 而冰鮮魚組和配合飼料組之間共享OTU最少, 僅83個。冰鮮魚組獨有OTU也最多, 有579個,混合投喂組次之, 為459個, 配合飼料組最少, 僅263個。不同餌料對腸道菌群造成了明顯的影響。

圖2 不同組別OTUs的韋恩圖Fig. 2 The venn diagram of each groups’s OTUs

ANOSIM檢驗表明4個組別樣品間細菌群落組成在門水平上存在顯著性差異(P=0.029)。鑒定出的38個門中, 厚壁菌門(Firmicutes)、變形菌門(Proteobacteria)、放線菌門(Actinobacteriota)、藍藻門(Cyanobacteria)、擬桿菌門(Bacteroidota)、浮霉菌門(Planctomycetota)、綠彎菌門(Chloroflexi)和酸桿菌門(Acidobacteriota)是主要菌門, 其余30個門相對豐度都低于1%。厚壁菌門(Firmicutes)和變形菌門(Proteobacteria)是4個組的優勢菌群, 相對豐度都超過了50%(圖3a)。3個投喂組間比較, 冰鮮魚組藍藻門(Cyanobacteria)和擬桿菌門(Bacteroidota)相對豐度最高, 配合飼料組則是變形菌門(Proteobacteria)和放線菌門(Actinobacteriota)相對豐度最高, 混合投喂組則是厚壁菌門(Firmicutes)、浮霉菌門(Planctomycetota)和酸桿菌門(Acidobacteriota)相對豐度最高。養殖水體的群落結構與腸道菌群存在著明顯的差異。單因素方差分析(One-way ANOVA)顯示, 厚壁菌門(Firmicutes)在4個試驗組間存在顯著性差異(P=0.02)。

圖3 不同試驗組在門和屬水平物種相對豐度Fig. 3 Relative abundance of species in phylum and genus levela. 門水平; b. 屬水平a. Phylum level; b. Genus level

屬水平上(圖3b), 冰鮮魚組的優勢菌屬主要為支原體屬(Mycoplasma, 27.45%)、克雷伯氏菌屬(Klebsiella, 12.63%)及聚球菌屬(Synechococcus_CC9902, 6.53%); 配合飼料組優勢菌屬分別為克雷伯氏菌屬(Klebsiella, 27.78%)、羅姆布茨菌(Romboutsia, 15.26%)及分枝桿菌屬(Mycobacterium,15.25%); 混合投喂組優勢菌屬則是支原體屬(Mycoplasma, 40.91%)、厭氧氨氧化菌(Candidatus_Brocadia, 7.70%)及羅姆布茨菌(Romboutsia, 5.58%);而養殖水體中菌屬與大口黑鱸腸道菌群存在明顯的差異, 優勢菌群主要是不動桿菌屬(Acinetobacter,21.40%)、(hgcI_clade, 8.07%)、微小桿菌屬(Exiguobacterium, 7.87%)及棲湖菌屬(Limnohabitans,7.52%)。單因素方差分析(One-way ANOVA)顯示,在主要菌屬中, 支原體屬 (Mycoplasma)在4個試驗組間存在顯著性差異(P=0.01)。

2.4 菌群差異性分析

為了進一步分析不同餌料對大口黑鱸腸道菌群的影響, 采用LefSe軟件對3組腸道菌群樣本進行線性判別分析(LDA), 以找到對不同投喂方法顯著性響應的類群。對LDA判別值大于4的細菌類群進行分析, 共有不同分類水平的25個細菌類群在3個投喂組間具有顯著差異(P<0.05, 圖 4)。3個投喂組的顯著優勢菌群都相對集中, 冰鮮魚組集中于擬桿菌門(Bacteroidota), 擬桿菌目(Bacteroidia), 擬桿菌綱(Bacteroidales), 以及海水藍藻藍菌屬(Cyanobium)和聚球菌屬(Synechococcus); 配合飼料組顯著性優勢菌群包括放線菌綱下的分枝桿菌和PeM15等6個類群, 以及厚壁菌門下的芽孢桿菌科(Bacillaceae);混合投喂組顯著性優勢菌群則包括芽孢桿菌綱(Bacilli)下支原體目(Mycoplasmatales)的4個類群,以及小月菌屬(Microlunatus)和羅氏菌屬(Roseburia)。

圖4 不同餌料組間差異性菌群多物種線性差異判別分析Fig. 4 LEfSe identified the most differentially abundant taxa in different diet groups

2.5 細菌群落功能預測

利用PICRUSt 對不同投喂組大口黑鱸腸道菌群細菌群落的16S rRNA基因比對到KEGG數據庫和EggNOG數據庫進行功能預測?；诟鳂悠稫EGG比對獲得的功能信息組成, 共獲得322個代謝功能途徑。KEGG代謝通路分析表明: 不同投喂組大口黑鱸腸道微生物主要參與新陳代謝, 其次參與遺傳信息處理和環境信息處理(表3)。COG功能分類統計結果表明: 配合飼料投喂組大口黑鱸腸道菌群在“能量生產與轉化”“碳水化合物運輸和代謝”“氨基酸轉運與代謝”和“脂質轉運與代謝”等功能類群的相對豐度高于冰鮮魚組和混合投喂組, 冰鮮魚組大口黑鱸腸道菌群在“核苷酸的轉運和代謝”“輔酶運輸和代謝和翻譯”“核糖體結構和生物發生”等功能類群的相對豐度高于配合飼料投喂組和混合投喂組(圖5)。

圖5 不同投喂組腸道微生物的COG功能分類統計Fig. 5 The COG function classification of intestinal microorganisms in different dietA. RNA處理和修飾RNA processing and modification; B. 染色質結構與動力學Chromatin structure and dynamics; C. 能源生產與轉化Energy production and conversion; D. 細胞周期控制、細胞分裂、染色體分裂Cell cycle control, cell division, chromosome partitioning; E. 氨基酸轉運與代謝Amino acid transport and metabolism; F. 核苷酸的轉運和代謝Nucleotide transport and metabolism; G. 碳水化合物運輸和代謝Carbohydrate transport and metabolism; H. 輔酶運輸和代謝Coenzyme transport and metabolism; I. 脂質轉運與代謝Lipid transport and metabolism;J. 翻譯、核糖體結構和生物發生Translation, ribosomal structure and biogenesis; K. 轉錄Transcription; L. 復制、重組和修復Replication, recombination and repair; M. 細胞壁/膜/信封生源論Cell wall/membrane/envelope biogenesis; N. 細胞運動Cell motility; O. 翻譯后修飾、蛋白質周轉、伴侶Posttranslational modification, protein turnover, chaperones; P. 無機離子運輸與代謝Inorganic ion transport and metabolism; Q. 次生代謝產物的合成、運輸和分解代謝Secondary metabolites biosynthesis, transport and catabolism; R. 一般功能預測General function prediction only; S. 功能未知Function unknown; T. 信號轉導機制Signal transduction mechanisms; U. 細胞內運輸、分泌和囊泡運輸Intracellular trafficking, secretion, and vesicular transport; V. 防御機制Defense mechanisms; W. 真核細胞的細胞外結構Extracellular structures; Y. 核結構Nuclear structure; Z. 細胞骨架Cytoskeleton

表3 KEGG代謝通路統計Tab. 3 Metabolic pathway statistics based on KEGG

3 討論

3.1 不同餌料對大口黑鱸生長的分析

飼料是養殖魚類能量和營養物質的主要來源,因此決定著魚類的生長發育, 對魚類的健康免疫功能也具有重要影響。本實驗結果顯示, 不同餌料對大口黑鱸的生長具有顯著影響(P<0.05), 配合飼料投喂組試驗魚的生長顯著低于冰鮮魚和混合投喂組。這與大菱鲆(Scophthalmus maximus)[26]、斜帶石斑魚(Epinephelus coioides)[27]和珍珠龍膽石斑魚(Epinephelus fuscoguttatus♀×Epinephelus lanceolatus♂)[28]等肉食性魚類的養殖對比試驗結果一致。究其原因, 可能是冰鮮魚的誘食效果好, 適口性強, 更利于大口黑鱸的攝食、消化與吸收。解剖取樣現場發現, 3組大口黑鱸腹腔內臟團都被脂肪包裹, 這是由餌料中過高的能量/營養物質比所致[29],能量物質攝入體內部分用于新陳代謝, 過量部分就以脂肪的形式沉積在體內組織中。配合飼料中碳水化合物、脂肪和蛋白質含量高于冰鮮魚[30], 其餌料系數顯著低于冰鮮魚, 飼料利用轉化效率極高。而冰鮮魚能量物質含量低, 水分占比極高(通常在65%—70%)[26,30], 因此其利用轉化效率極低, 投喂量是配合飼料的4倍。3組魚腹腔內都存在大量脂肪, 說明日常養殖過程中配合飼料和冰鮮魚的投喂量可能超出了大口黑鱸的需求。目前大口黑鱸養殖的普遍存在多投喂、早上市, 追求市場邊際效益最大化的現象, 這種養殖模式, 導致脂肪的大量沉積, 影響了魚類健康, 同時加重了養殖環境的生態負擔。我國水產行業已經從片面追求快速發展轉換至提質增效綠色發展的新階段, 農業農村部實施的水產綠色健康養殖“五大行動”中推廣實施生態健康養殖模式、減少水產養殖用藥量、配合飼料替代幼雜魚都是大口黑鱸養殖未來需要積極改變的地方。使用配合飼料養殖對魚類健康和養殖環境都有著顯著的優勢。但是, 大口黑鱸配合飼料還需要參考冰鮮魚優質的營養特性, 優化和調整營養配方, 提升配合飼料的品質, 減少蛋白質浪費, 減輕環境污染, 有效促進大口黑鱸的健康生長, 最終提高出肉率, 降低體脂率, 增加養殖效益。

3.2 不同餌料對大口黑鱸腸道菌群多樣性的影響分析

腸道微生物定植于宿主腸道中, 在宿主體內平衡、腸道發育、代謝, 甚至神經發育方面發揮著重要作用[31]。研究表明餌料能改變魚類的腸道菌群,并通過腸-腦軸調節魚類的免疫、生長和行為[19]。在本研究中, 不同餌料的投喂顯著改變了大口黑鱸的腸道微生物多樣性和群落結構。α-多樣性分析結果表明, 配合飼料投喂組腸道菌群豐富度最高(由Ace指數和Chao1指數表征), 但是腸道菌群的多樣性明顯降低(由Shannon指數和Simpson指數表征)。該結果與大口黑鱸[21]、烏鱧(Ophiocephalus argus)[31]、花鱸(Lateolabrax japonicus)和日本黃姑魚(Nibea japonica)[32]等多種魚類的研究結論一致,原因可能是: (1)配合飼料生產過程中的高溫高壓膨化步驟殺滅了絕大多數微生物, 而冰鮮魚則攜帶了大量的微生物, 因此冰鮮魚被攝食后, 攜帶的一部分微生物會在腸道定植, 從而改變養殖魚類的腸道菌群; (2)配合飼料中碳水化合物、脂肪和蛋白質含量過高, 導致參與運輸和代謝的微生物豐度大幅增加, 多樣性反而下降。β多樣性排序分析樣本呈現出較好聚類趨勢, 所有組別可以明顯區分, 也表明餌料對大口黑鱸的腸道微生物影響顯著, 而養殖水體微生物對于腸道微生物影響相對較小。

3.3 不同餌料對大口黑鱸腸道菌群組成和功能的影響分析

不同餌料的投喂也顯著改變了大口黑鱸的腸道微的群落結構(圖3)。冰鮮魚組藍藻門(Cyanobacteria)和擬桿菌門(Bacteroidota)相對豐度最高。進一步的線性判別分析表明, 冰鮮魚組特異性菌群主要集中于擬桿菌門(Bacteroidota), 擬桿菌目(Bacteroidia), 擬桿菌綱(Bacteroidales), 以及海水藍藻藍菌屬(Cyanobium)和聚球菌屬(Synechococcus)。藍藻門細菌是養殖水體常見菌群, 屬水平分析發現主要是海水藍藻的聚球菌屬(Synechococcus_CC9902),混合投喂組也有發現這些海水藍藻藍菌, 但配合飼料組卻沒有, 這應該是海水冰鮮魚餌料中所攜帶,攝食后進入大口黑鱸腸道。擬桿菌是冰鮮組大口黑鱸腸道特異性細菌的結果與先前的研究一致[21]。擬桿菌能夠幫助宿主分解營養物質, 提高消化吸收率并維持腸道微生態平衡, 其豐度與宿主脂肪含量密切相關, 而腸道內擬桿菌與厚壁菌的比例直接影響宿主的脂肪積累, 肥胖時脂肪積累主要與厚壁菌增加有關, 而健康動物的腸道則是擬桿菌門(Bacteroidota)的細菌較多[33]。配合飼料組則是變形菌門(Proteobacteria)和放線菌門(Actinobacteriota)相對豐度最高, 優勢菌屬為克雷伯氏菌屬(Klebsiella)、羅姆布茨菌屬(Romboutsia)和分枝桿菌屬(Mycobacterium)?；旌贤段菇M厚壁菌門(Firmicutes)豐度明顯增加, 優勢菌屬則是支原體屬(Mycoplasma)、厭氧氨氧化菌屬(Candidatus_Brocadia)及羅姆布茨菌屬(Romboutsia)。支原體是水生動物易感染的致病菌, 會破壞宿主免疫的系統并參與其他致病病變的發展和誘導疾病的加重[34], 混合投喂組和冰鮮魚組支原體屬(Mycoplasma)的豐度都顯著高于配合飼料組, 可能是冰鮮魚餌料所攜帶。冰鮮魚水分含量高, 相比于標準化加工的配合飼料會攜帶更多微生物, 同時, 冰鮮魚投喂量是配合飼料的4倍, 因此也更容易將所攜帶的微生物通過攝食傳遞定植與大口黑鱸腸道。所以, 從魚類健康和食品質量安全角度評估, 配合飼料具有明顯的安全優勢?？死撞暇鷮?Klebsiella)也屬于條件致病菌, 能通過糖酵解和戊糖磷酸途徑降解碳水化合物[35], 羅姆布茨菌屬(Romboutsia)能將宿主難以消化的大分子碳水化合物發酵代謝為丁酸等短鏈脂肪酸, 降低腸道pH,提高宿主的免疫調節能力, 維持腸道微生態平衡[36]。這些菌群在配合飼料和混合投喂組是優勢菌, 與配合飼料碳水化合物、脂肪和蛋白質含量有關, 碳水化合物、脂肪和蛋白質含量需要更多的相關菌群進行代謝。細菌群落功能預測, 進一步證實了餌料對大口黑鱸腸道群落結構的顯著影響。配合飼料含有較高的碳水化合物、脂肪和蛋白質, 因此腸道菌群在“能量生產與轉化”“碳水化合物運輸和代謝”“氨基酸轉運與代謝”和“脂質轉運與代謝”等功能類群的相對豐度也高。

總之, 餌料對大口黑鱸的生長和腸道微生物都具有顯著的影響。冰鮮魚投喂組生長顯著高于配合飼料投喂組, 表明現有配合飼料在誘食效果, 適口性及營養成分等方面依然無法滿足魚體及其腸道菌群的需求?；旌贤段菇M生長最快, 表明冰鮮魚并非最佳餌料, 配合飼料中添加的必需氨基酸、微量元素等營養物也促進了大口黑鱸的生長。因此,今后的大口黑鱸專用配合飼料的研發, 可以參考冰鮮魚優質的營養特性, 優化和調整營養配方, 同時根據大口黑鱸的營養需求添加益生物質, 更好地促進大口黑鱸健康生長。