鹽度脅迫下凡納濱對蝦體內蝦青素在著色與抗氧化的資源權衡

楊夢煊, 王寶杰, 劉 梅, 蔣克勇, 仲 晨, 王 雷, 3

鹽度脅迫下凡納濱對蝦體內蝦青素在著色與抗氧化的資源權衡

楊夢煊1, 3, 王寶杰1, 2, 劉 梅4, 蔣克勇1, 2, 仲 晨4, 王 雷1, 2, 3

(1. 中國科學院海洋研究所 中國科學院實驗海洋生物學重點實驗室, 山東 青島 266071; 2. 中國科學院 海洋大科學中心, 山東 青島 266071; 3. 中國科學院大學, 北京 100049; 4. 山東省海洋科學研究院 青島市水產生物品質評價與利用工程研究中心, 山東 青島 266104)

工廠化養殖中產生的環境壓力, 會導致對蝦應激反應的發生以及體色的減弱。為了探究脅迫下對蝦體內蝦青素的消耗規律以及對蝦的著色與抗氧化之間的關聯性, 本研究通過蝦青素強化后鹽度脅迫的方法進行了實驗。結果表明, 與強化前相比, 蝦青素強化后植物源(夏側金盞花)蝦青素(d-AST)、合成蝦青素(p-AST)處理的對蝦肝胰腺中蝦青素含量分別增加48.0%和17.5%; 蝦殼中分別增加42.8%和45.2%。富含酯化型蝦青素的d-AST在肝胰腺中具有更高的沉積量; 而由游離蝦青素組成的p-AST在蝦殼中具有更高的沉積量, 不同形式的蝦青素在不同組織中的沉積具有一定的偏好性。兩個處理組對蝦的體色明顯增強。與鹽度脅迫前相比, 脅迫后d-AST、p-AST肝胰腺中蝦青素含量分別減少了15.1%和5.7%, 對照組(Ctrl)含量無變化; 蝦殼中分別減少了17.8%、52.9%和14.3%, 各組對蝦的體色均顯著減弱。脅迫24 h檢測到編碼蝦青素轉運蛋白β-1, 3-葡聚糖結合蛋白(βGBP-HDL)基因的顯著上調表達, 可能與蝦殼中蝦青素的減少有關。隨著脅迫的進行, 與對照組相比, 兩個處理組的抗氧化基因均呈現上調表達的趨勢; 各組抗氧化能力呈現先上升后下降的趨勢, 并在48 h時達到最大值, d-AST、p-AST分別為對照組的1.35和1.30倍。據此, 作者推測對蝦體內的蝦青素是按照資源權衡的原則在著色和抗氧化功能中進行分配的, 在遭受環境脅迫時, 對蝦會優先將用于著色部分的蝦青素(蝦殼中)轉運至肝胰腺中參與抗氧化, 進而表現為體色的減弱和抗氧化能力的上升。

凡納濱對蝦(); 蝦青素; 體色; 抗氧化

在工廠化的養殖、采捕和運輸過程中, 一些物理壓力如分級、運輸、處理、擁擠和密閉等, 會導致凡納濱對蝦()應激反應的發生[1]和體色的減弱。這一現象提示, 對蝦的體色與應激過程發生的反應或許具有某種聯系。蝦青素與水生動物皮膚和肌肉的色素沉著密切相關[2-4], 同時具有強大的抗氧化性能, 在水生動物的生長和存活以及抗應激和提高免疫等方面發揮著重要作用[5-7]。蝦青素表現出與資源權衡假說相吻合的特征, 這表明其在對蝦的體內可能以資源權衡的方式發揮作用。

資源權衡假說是動物性選擇中維持顏色顯示的信號誠實的假設之一[8-9], 該假說認為只有健康狀況良好的個體才能“負擔得起”形成高質量的具有裝飾功能的體貌特征[10]。這種假說有兩個關鍵假設: (1)著色所需的資源稀缺或難以獲得; (2)著色所需的資源同時具有重要的生理功能。在鳥類中, 類胡蘿卜素被認為以資源權衡的方式在裝飾功能和生理功能(主要是在抗氧化過程中)進行分配權衡[11-14],在發育過程中, 個體可以改變用于裝飾的類胡蘿卜素的數量。FAIVRE等[15]對歐洲黑鳥()進行的實驗有力地證明了免疫激活過程中類胡蘿卜素從著色轉向免疫和抗氧化功能。而在遭受環境壓力后對蝦體色變淡意味著蝦青素含量降低, 那么消失的蝦青素是否與對蝦的應激反應有關？

因此, 為了探究對蝦的體色變化與應激反應的關系, 本研究以兩種不同來源的蝦青素產品作為添加劑進行短期強化以獲得不同蝦青素水平的對蝦, 并通過急性鹽度脅迫使對蝦充分應激, 從而研究蝦青素在對蝦體內著色和抗氧化之間的分配, 以期對資源權衡假說進行補充, 并為蝦青素在對蝦養殖中的應用提供參考。

1 材料與方法

1.1 實驗用蝦與飼料

所有動物實驗均按照《實驗動物管理與使用指南》[16]進行。實驗用凡納濱對蝦由青島瑞滋海珍品發展有限公司暫養, 幼蝦發育65 d后(初始體質量, 6.40±0.25 g)正式進行實驗。實驗飼料采用南美白對蝦配合飼料(山東海博農牧科技有限公司), 基礎飼料中蝦青素濃度為2.83±0.19 mg/kg。不同蝦青素產品以90 mg/kg的終濃度添加到飼料中均勻混合后進行投喂, 現用現配。實驗所用蝦青素產品均為購買所得, 分別為d-AST (夏側金盞花()提取物, 主要成分為雙酯蝦青素)和 p-AST (合成的游離蝦青素), 不同來源蝦青素產品信息見表1。

表1 不同來源蝦青素產品信息

1.2 實驗設計與日常管理

實驗設計見圖1, 分為兩個階段, 第一個階段是蝦青素強化階段, 對蝦被隨機分配到9個PVC水槽中(0.5 m3, 每桶250只蝦), 分為兩個處理組和一個對照組, 分別投喂添加90 mg/kg d-AST、90 mg/kg p-AST的飼料和基礎飼料, 每組3個平行。日投喂量為對蝦體質量的3 %, 持續14 d。實驗期間水溫維持在27～29 ℃, 溶解氧>5.0 mg/L, pH為7.0～7.8, 氨氮濃度為 0.1～2.0 mg/L, 亞硝酸鹽濃度為0.1～1.8 mg/L, 鹽度為30。第二個階段是脅迫階段, 經過強化后的對蝦被隨機分配到9個PVC水槽(0.3 m3, 每桶70只蝦), 均投喂基礎飼料, 設置鹽度3‰進行脅迫實驗。

圖1 實驗設計示意圖

注: 實驗由連續的兩個階段組成, 分別為強化階段和脅迫階段; Ctrl: 對照組; d-AST: 植物源(夏側金盞花)蝦青素; p-AST: 合成蝦青素

1.3 體色檢測

分別在實驗的第1天、第14天(0 h)和第18天(96 h)在每處理組中取若干只對蝦, 煮熟后比較體色, 方法參照NOGUEIRA等[19]。使用在白色參考板上校準的NR200色度計(三恩時科技有限公司)進行比色分析。根據國際照明委員會的概念[20], 顏色是外觀的三維特征, 由一個亮度屬性(L*)和兩個色度屬性(色調和色度)組成。對蝦的顏色主要由a*(紅/綠色度)和b*(黃/藍色度)表示。所有對蝦煮熟后立即進行顏色測量, 在蝦的腹部區域分別進行3次讀數, 總是在蝦的右側。主觀評分是在標準化的熒光燈下使用Lineal Salmofan (帝斯曼(中國)有限公司)進行的, 3名研究人員為每種動物記錄的分數都是一致的。

1.4 蝦青素含量檢測

分別在實驗的第1天、第14天(0 h)和第18天(96 h)在每處理組中取若干只對蝦, 分別取肝胰腺、蝦殼以及去除肌肉后的整蝦進行液氮速凍。實驗結束后統一送至中國水產科學研究院黃海水產研究所測定蝦青素含量, 檢測方法參照CIFUENTES等[21]的方法進行, 通過高效液相色譜法(HPLC)從類胡蘿卜素總提取物中分離并測定蝦青素。

1.5 抗氧化能力檢測

脅迫階段開始后, 分別在0、12、24、48、96 h的每處理組取5只對蝦肝胰腺放入離心管中, 使用0.86%冷生理鹽水進行稀釋勻漿, 然后在0～4 ℃下以2 500 r/min的速度離心10 min, 保留上清液, 根據制造商的說明使用試劑盒進行總抗氧化能力測定(南京建成生物工程研究所)。

1.6 基因表達檢測

脅迫階段開始后, 分別在0、12、24、48、96 h的每處理組取3只對蝦肝胰腺保存于RNA guard中, 4 ℃放置24 h后液氮速凍。使用SPARKEasy組織/細胞RNA提取試劑盒(山東思科捷生物技術有限公司)從每個樣本中提取總RNA, 并使用SPARKSCRIPT II RT Plus試劑盒反轉錄獲得互補DNA。以β-actin為參照基因, 采用實時熒光定量PCR(RT-qPCR)技術測定抗氧化基因錳超氧化物歧化酶基因(), 谷胱甘肽過氧化物酶基因(), 谷胱甘肽巰基轉移酶基因()以及熱休克蛋白70基因()和蝦青素載體蛋白β-1, 3-葡聚糖結合蛋白()的相對表達, 引物見表2。使用2–ΔΔCT方法對相對基因表達進行量化。所有樣品都進行了1式3份的分析。

表2 RT-qPCR引物序列

1.7 數據統計與分析

實驗數據以平均數±標準差表示, 采用SPSS 26.0統計軟件進行單因素重復測量的方差分析和 Duncan法多重比較,<0.05為差異性顯著。

2 結果

2.1 投喂不同來源蝦青素對蝦的生長性能

由表3可知, 在蝦青素強化階段, 添加蝦青素的處理組增質量和特定生長率以及存活率均高于對照組, 但是差異并不顯著(>0.05), 表明在為期兩周的強化階段, 日糧中添加外源蝦青素對于對蝦的生長并無顯著影響。

表3 強化階段不同處理組對蝦的生長性能

注: 增質量(g)=M–0, 特定生長率(%/天)=[ (lnM–ln0)/]×100%, 存活率(%)=(N/0)×100%, M為對蝦終末體質量,0為對蝦初始體質量,為實驗天數,N為實驗終末存活對蝦數量,0為實驗初始投放對蝦數量。數據以平均數±標準差表示(=20), 同一行不同上標表示差異有統計學意義(<0.05)。

由圖2可知, 在鹽度脅迫階段, 脅迫開始后, 各組對蝦均急劇死亡, 在12 h后存活率均下降至50%以下, 在48 h后穩定維持在30%～40%。整個脅迫階段, 各組存活率均無顯著差別(>0.05), 對蝦受到了充分的急性鹽度脅迫。

圖2 脅迫階段不同處理對蝦的存活率

2.2 投喂不同來源蝦青素對蝦在鹽度脅迫下體色的變化

由圖3可知, 在經過蝦青素強化后, 可以觀察到體色(熟色)明顯變紅, 根據Salmofan評分可知, p-AST處理組具有更好的著色效果。在經過鹽度脅迫后, 可以觀察到體色明顯變淡, 較實驗起始時紅度(a*)更低, d-AST組保持了相對較強的紅色。

由表4可見, 在經過蝦青素強化后, 各組對蝦的尾部體色紅度均增大, 黃度(b*)均減小, d-AST和p-AST處理組對蝦的紅度均顯著強于對照組(0.05), 其中p-AST處理組紅度值最大; 對蝦經過鹽度脅迫后, 各組對蝦的尾部體色紅度和黃度均減小, d-AST和p-AST處理組對蝦的紅度仍顯著強于對照組(<0.05), 其中d-AST處理組維持了相對較高的紅度, 這與圖3中的結果一致。

圖3 不同來源蝦青素處理對蝦體色的變化

注: 從左到右依次為初始、強化后和脅迫后; 右上角的數字是Salmofan評分。

表4 不同來源蝦青素處理對蝦的體色參數

注: a*: 紅/綠色度; b*: 黃/藍色度; 數據以平均數±標準差表示(=3), 同一列不同上標表示差異有統計學意義(<0.05)

2.3 投喂不同來源蝦青素對蝦在鹽度脅迫下各組織蝦青素含量變化

由圖4a可知, 在經過蝦青素強化階段后, 對照組對蝦整蝦中的蝦青素含量無明顯變化, d-AST和p-AST處理組中整蝦蝦青素含量均顯著增加(< 0.05), 并顯著高于對照組(<0.05), 分別達到對照組的1.5倍和1.8倍, 表明兩個處理組中外源蝦青素有效沉積在對蝦體內。經過鹽度脅迫階段后, 對照組和p-AST處理組整蝦的蝦青素含量均顯著降低(<0.05), 而d-AST處理組中整蝦蝦青素含量無明顯變化。

由圖4b可知, 在經過蝦青素強化階段后, 對照組對蝦肝胰腺中蝦青素含量顯著降低(<0.05); d-AST處理組中對蝦肝胰腺蝦青素含量顯著升高(<0.05), 與起始相比增長48.0%; p-AST處理組中對蝦肝胰腺蝦青素含量升高 (=0.216), 與起始相比增長17.5%, d-AST處理組的對蝦肝胰腺擁有最高的蝦青素含量。經過鹽度脅迫階段后, 對照組對蝦肝胰腺中蝦青素含量無明顯變化, d-AST處理組中肝胰腺蝦青素含量降低(=0.093), 與前階段相比降低15.1%; p-AST處理組肝胰腺蝦青素含量降低(= 0.189), 降低5.7%。

圖4 不同處理各組織中蝦青素的含量變化

注: 不同字母表示有統計學差異(<0.05,5)

由圖4c可知, 在經過蝦青素強化階段后, 對照組對蝦蝦殼中蝦青素含量無明顯變化, d-AST處理組和p-AST處理組中對蝦蝦殼中蝦青素含量均顯著升高(<0.05), 與起始相比分別增長42.8%和45.2%, p-AST處理組的對蝦蝦殼中擁有最高的蝦青素含量。經過鹽度脅迫階段后, 3個處理組對蝦蝦殼中的蝦青素含量均顯著降低(<0.093), 與前階段相比分別降低14.3%、17.8%和52.9%。

2.4 投喂不同來源蝦青素對蝦在鹽度脅迫下肝胰腺抗氧化能力

由圖5可知, 在鹽度脅迫階段, 隨脅迫時間延長, 3個處理組對蝦的總抗氧化能力均呈先上升后下降的趨勢, 與對照組相比, d-AST和p-AST處理組擁有相似水平的起點和終點, 但兩個處理組上升趨勢更急劇且在48 h達到更高水平的抗氧化能力最大值, 分別較對照組高35.4%和30.1%。

由圖6可知, 在鹽度脅迫階段, 隨脅迫時間延長, 與對照組相比, d-AST和p-AST處理組的抗氧化基因,,和的表達均表現出了先降低后升高再降低的趨勢。與d-AST處理組相比, p-AST處理組抗氧化基因表達的變化表現出一定的滯后性, d-AST處理組和基因均在24 h達到最高的表達水平, 而p-AST處理組在48或48 h之后才達到最高水平的表達。

圖5 投喂不同來源蝦青素對蝦在鹽度脅迫下的總抗氧化能力變化

注: 不同字母表示有統計學差異(<0.05,=6)

圖6 投喂不同來源蝦青素對蝦在鹽度脅迫下肝胰腺抗氧化基因表達情況

注: a. d-AST; b. p-AST, 不同字母表示不同時間之間有統計學差異(<0.05,=3) ; “*”. 同一時間對照組和處理組之間存在顯著性差異(<0.05)

2.5 β-1, 3-葡聚糖結合蛋白的表達

由圖7可知, 在鹽度脅迫階段, 隨脅迫時間延長, 與對照組相比, d-AST和p-AST處理組的肝胰腺β-1, 3-葡聚糖結合蛋白(βGBP-HDL)基因均在24 h時達到了相當高的表達水平, 分別是對照組的97倍和145倍。在其他時間, d-AST處理組基因表達均顯著強于對照組(<0.05)。

圖7 投喂不同來源蝦青素對蝦在鹽度脅迫下βGBP-HDL基因表達情況

注: “*”. 同一時間對照組和處理組之間存在顯著性差異(<0.05)

3 討論

研究表明, 蝦青素可以顯著增強動物的免疫力和對惡劣環境的抵抗力。在飼料中添加蝦青素可增強對蝦的抗逆性, 還可以促進對蝦天然體色的產生。然而, 高密度養殖過程中產生的物理壓力, 會導致對蝦應激反應的發生和體色的減弱。因此探究環境脅迫下對蝦體內蝦青素的消耗規律以及對蝦的著色與抗氧化之間的關聯性具有重要意義。

本研究結果表明投喂添加蝦青素的飼料對對蝦的生長性能和存活率均有一定的改善作用, 但效果并不顯著(>0.05), 在以前的研究中發現添加外源蝦青素可顯著增強對蝦的生長性能[24], 但是也有一些研究報道添加蝦青素對于對蝦的生長并無顯著影響[6, 25], 結合本實驗結果, 這可能與蝦青素的處理時間和添加劑量有關。本研究選擇了一種短時間高劑量的蝦青素強化方式進行實驗, 而蝦青素對于對蝦生長的影響可能是長期的、緩慢的。在脅迫階段, 結果顯示添加蝦青素的處理組的存活率與對照組有顯著差別(>0.05), 這與CHIEN等[26]的研究不同, 在他們的研究中發現, 增加對蝦體內蝦青素含量可以明顯增強對蝦對熱和滲透脅迫的抵抗力。這可能與脅迫處理的時間和程度有關, 為了使對蝦受到充分的脅迫, 本研究采用了3‰鹽度的持續處理, 這種長時間低鹽度的脅迫可能超過了蝦青素的可調節范圍, 使得處理組和對照組在存活率上沒有明顯的差別。

蝦青素是對蝦中主要的類胡蘿卜素, 是形成蝦的體色的主要原因; 同時蝦青素對對蝦的抗氧化能力、應激緩解、免疫反應調節和抗病力均有積極影響, 這些生物學功能在很大程度上可以歸因于蝦青素強大的抗氧化性能[25-26]。同時, 對蝦缺乏從頭生物合成蝦青素的能力[27], 這意味著對蝦體內的蝦青素符合資源權衡假說的兩個關鍵假設, 即作為著色資源稀缺或難以獲得以及具有其他重要的生理功能[10], 蝦青素在對蝦體內的利用或許也符合資源權衡假說, 在著色功能和抗氧化功能之間進行權衡的。

為了驗證這一猜測, 本研究在飼料中添加兩種不同來源的蝦青素對凡納濱對蝦進行強化, 并成功獲得了不同蝦青素水平的對蝦, 在兩個處理組中, 蝦青素有效沉積在肝胰腺或蝦殼中。同時觀察到了對蝦體色的顯著增強, 而對蝦的體色主要是由皮下組織與蝦殼中的蝦青素決定[28-29], 因此, 蝦殼中沉積的蝦青素可以被認為是分配到著色功能的部分, 各組中蝦殼蝦青素的含量高低(圖4c)與體色強弱(圖3、表4)的對應關系也證明了這一假設。通過d-AST和p-AST處理組進行比較發現, 對蝦對于不同構型的蝦青素在不同組織中的沉積似乎具有偏好性, 富含酯化型蝦青素的d-AST處理組中, 蝦青素在肝胰腺中具有更高的沉積量; 而由游離蝦青素組成的p-AST處理組中, 蝦青素在蝦殼中具有更高的沉積量, 這也解釋了為何游離型蝦青素具有更好的著色效果。

蝦青素作為外源攝入的抗氧化劑與內源性抗氧化酶共同構成了甲殼類動物的綜合抗氧化防御系統[30], 本研究通過鹽度脅迫實驗對蝦青素的抗氧化功能進行了檢驗。隨著脅迫實驗的進行, 對蝦受到了充分的脅迫, 對蝦的總抗氧化能力逐漸增強, 并在48 h時達到最大值(圖5)。d-AST和p-AST處理組的總抗氧化能力擁有與對照組相似的起始和終止水平, 但是在48 h表現出顯著強于對照組的抗氧化能力(<0.05), 分別超出對照組35.4%和30.1%。這部分超出的抗氧化能力是由兩個處理組中高水平的蝦青素引起的。d-AST和p-AST處理組中抗氧化基因的表達同樣呈現逐漸上升的趨勢(圖6)(0 h時各基因高水平的表達可能與脅迫實驗開始時對蝦環境的變化有關, 即從強化階段的水槽中轉移到脅迫階段的水槽中), 這些抗氧化基因可以調節抗氧化酶和分子伴侶蛋白的表達, 構成對氧化應激的防御機制以維持免疫穩態[31-33]。與總抗氧化能力不同, 抗氧化基因上調表達的最高峰出現得較早, 多在24～48 h內達到最高水平的表達, 而總抗氧化能力的增長則在48 h或更晚, 這符合基因表達的規律。脅迫48 h后, 總抗氧化能力和抗氧化基因表達都呈現出下降的趨勢, 表明對蝦對于鹽度脅迫的初步適應, 而48 h之后對蝦存活率維持穩定也證明了這一點。

在觀察到對蝦抗氧化能力的增強的同時, 我們也發現了對蝦體色的減弱。經過鹽度脅迫后, 3個處理組中對蝦的體色均大幅度減弱了, 同時檢測到肝胰腺和蝦殼中蝦青素含量的減少(圖4b、4c), 尤其在蝦殼中, 與脅迫前相比, d-AST和p-AST處理組中蝦青素含量均顯著減少(0.05), p-AST處理組中甚至減少了52.9%。相比之下, 肝胰腺中蝦青素含量雖然也減少了, 但均不顯著(>0.05)。因此, 我們推測, 在經過脅迫后對蝦體內免疫激活的過程中, 對蝦體內發生了蝦青素的重新分配, 用于著色部分的蝦青素轉向了抗氧化功能。這與FAIVRE等[15]在雄性歐洲黑鳥中進行的實驗具有相似的結果, 在色素沉著過程的任何階段, 個體可以改變用于著色的色素的數量進行代謝轉化[34]。

對蝦體內蝦青素的轉運是通過β-1, 3-葡聚糖結合蛋白(βGBP-HDL)進行的[35-36], 參照李曉華[23]的方法對基因的表達進行了檢測, 結果表明d-AST和p-AST處理組中肝胰腺中的基因在24 h時均表現出了極高水平的表達, 分別達到對照組的97倍和145倍, 這表明在脅迫過程中, 大量βGBP-HDL被合成, 而蝦殼中的蝦青素也通過βGBP-HDL轉運到肝胰腺中參與抗氧化。p-AST處理組中極高的基因表達水平也與之相關, 相比于d-AST處理組, p-AST處理組在強化階段后在蝦殼中擁有更高的蝦青素水平, 然而在脅迫階段后卻含有更少的蝦青素, 大量的蝦殼中的蝦青素被轉運到肝胰腺中, 由此可見, p-AST處理組更多地依靠蝦殼中的蝦青素, 而d-AST處理組的肝胰腺中蝦青素消耗更多, 這或許與兩種形式蝦青素的沉積的組織偏好性有關。p-AST處理組的對蝦主要依靠蝦殼中轉運的蝦青素發揮抗氧化作用, 因此需要消耗更多的時間, 這也能解釋為什么p-AST處理組中抗氧化基因的表達變化相比于d-AST處理組更滯后。與蝦殼相比, 肝胰腺中的蝦青素的消耗則少得多。據此, 我們推測對蝦體內的蝦青素是按照資源權衡的原則在著色和抗氧化功能中進行分配的, 在遭受環境變化產生的脅迫時, 對蝦會優先將用于著色部分的蝦青素(蝦殼中)轉運至肝胰腺中參與抗氧化, 進而表現為體色的減弱和抗氧化能力的上升。

4 結論

不同來源和構型的蝦青素在不同組織中的沉積具有偏好性, 植物源(酯化型)蝦青素在肝胰腺中具有更高的沉積量; 而由合成(游離)蝦青素在蝦殼中具有更高的沉積量。

對蝦體內的蝦青素是按照資源權衡的原則在著色和抗氧化功能中進行分配的, 在遭受環境脅迫時, 對蝦會優先將用于著色部分的蝦青素(蝦殼中)轉運至肝胰腺中參與抗氧化, 進而表現為體色的減弱和抗氧化能力的上升。

[1] SCHOLTHOF K G. The disease triangle: pathogens, the environment and society[J]. Nature Reviews Microbiology, 2007, 5: 152-156.

[2] CHOUBERT G, CRAVEDI J, LAURENTIE M. Effect of alternate distribution of astaxanthin on rainbow trout () muscle pigmentation[J]. Aquaculture, 2009, 286: 100-104.

[3] DOOLAN B J, BOOTH M A, ALLAN G L, et al. Effects of dietary astaxanthin concentrations and feeding period on the skin pigmentation of Australian snapper(Bloch and Schneider, 1801)[J]. Aquaculture Research, 2008, 40: 60-68.

[4] WADE N M, BUDD A, IRVIN S, et al. The combined effects of diet, environment and genetics on pigmentation in the giant tiger prawn,[J]. Aquaculture, 2015, 449: 78-86.

[5] FLORES M, DIAZ F, MEDINA R, et al. Physiological, metabolic and haematological responses in white shrimp(Boone) juveniles fed diets supplemented with astaxanthin acclimated to low-salinity water[J]. Aquaculture Research, 2007, 38: 740-747.

[6] NIU J, TIAN L X, LIU Y J, et al. Effect of dietary Astaxanthin on growth, survival, and stress tolerance of postlarval shrimp,[J]. Journal of the World Aquaculture Society, 2009, 40(6): 795-802.

[7] WANG H, DAI A, LIU F, et al. Effects of dietary astaxanthin on the immune response, resistance to white spot syndrome virus and transcription of antioxidant enzyme genes in Pacific white shrimp[J]. Iranian Journal of Fisheries Sciences, 2015, 14: 699-718.

[8] PLAISTOW S J, ST CLAIR J J, GRANT J, et al. How to put all your eggs in one basket: empirical patterns of offspring provisioning throughout a mother’s lifetime[J]. The American Naturalist, 2007, 170(4): 520-529.

[9] BRITTON G, LIAAEN-JENSEN S, PFANDER H. Carotenoids: Volume 4: Natural Functions[M]. Basel: Birkh?user Basel, 2008: 213-236.

[10] WEAVER R J, KOCH R E, HILL G E. What maintains signal honesty in animal colour displays used in mate choice?[J]. Philosophical Transactions of the Royal Society B-Biological Sciences, 2017, 372: 1724.

[11] BAETA R, FAIVRE B, MOTREUIL S, et al. Carotenoid trade-off between parasitic resistance and sexual display: an experimental study in the blackbird () [J]. Proc Biol Sci, 2008, 275(1633): 427-434.

[12] AGUILERA E, AMAT J A. Carotenoids, immune response and the expression of sexual ornaments in male greenfinches ()[J]. Naturwissenschaften, 2007, 94(11): 895-902.

[13] VINKLER M, ALBRECHT T. Carotenoid maintenance handicap and the physiology of carotenoid-based signalisation of health[J]. Naturwissenschaften, 2010, 97(1): 19-28.

[14] CLOTFELTER E D, ARDIA D R, McGRAW K J. Red fish, blue fish: trade-offs between pigmentation and immunity in[J]. Behavioral Ecology, 2007, 18(6): 1139-1145.

[15] FAIVRE B, GRéGOIRE A, PRéAULT M, et al. Immune activation rapidly mirrored in a secondary sexual trait[J]. Science, 2003, 300(5616): 103.

[16] 賀爭鳴. 實驗動物管理與使用指南[M]. 北京: 科學出版社, 2016. HE Zhengming. Guidelines for management and use of laboratory animals[M]. Beijing: Science Press, 2016.

[17] MAOKA T. Carotenoids in marine animals[J]. Mar Drugs, 2011, 9(2): 278-293.

[18] LI J, ZHU D, NIU J, et al. An economic assessment of astaxanthin production by large scale cultivation of[J]. Biotechnology Advances, 2011, 29(6): 568-574.

[19] NOGUEIRA N, CANADA P, CABOZ J, et al. Effect of different levels of synthetic astaxanthin on growth, skin color and lipid metabolism of commercial sized red porgy ()[J]. Animal Feed Science and Technology, 2021, 276.

[20] ISO. 11664-4-2008E. Colorimetry[S]. Switzerland: International Organization for Standardization, 2008.

[21] CIFUENTES A S, GONZ’ALEZ M A, VARGAS S, et al. Optimization of biomass, total carotenoids and astaxanthin production inflotow Strain Steptoe (Nevada, USA) under laboratory conditions[J]. Biol Res, 2003, 36 (3/4): 343-357.

[22] 韓絲銀. 環境脅迫對凡納濱對是肝腸功能影響的機制及應用[D]. 青島: 中國科學院海洋研究所, 2018. HAN Siyin. Mechanism and application of effects of environmental stress on the hepatopancreas and intestine function of[D]. Qingdao: The Institute of Oceanology, Chinese Academy of Sciences, 2018.

[23] 李曉華. 中國明對蝦雙功能分子β-1, 3-葡聚糖結合蛋白—脂蛋白的研究[D]. 南昌: 南昌大學, 2008. LI Xiaohua. Study on the β-1, 3-glucan-binding protein- Lipoprotein in the Shrimp[D]. Nanchang: Nanchang University, 2008.

[24] MANSOUR A T, ASHOUR M, ABBAS E M, et al. Growth performance, immune-related and antioxidant genes expression, and gut bacterial abundance of pacific white leg shrimp,, dietary supplemented with natural astaxanthin[J]. Front Physiol, 2022, 13: 874172.

[25] PAN C H, CHIEN Y H, HUNTER B. The resistance to ammonia stress ofFabricius juvenile fed diets supplemented with astaxanthin[J]. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 2003, 297: 107-118.

[26] CHEN Y H, PAN C H, HUNTER B. The resistance to physical stresses byjuveniles fed diets supplemented with astaxanthin[J]. Aquaculture, 2003, 216(1/4): 177-191.

[27] NORIHIKE MISAWA. Carotenoids: Biosynthetic and biofunctional approaches preface and introduction[M]. Japan, Ishikawa: Research Institute for Bioresources and Biotechnology Ishikawa Prefectural University, 2021.

[28] CHAYEN N E, CIANCI M, GROSSMANN J G, et al. Unravelling the structural chemistry of the colouration mechanism in lobster shell[J]. Acta Crystallogr D Biol Crystallogr, 2003, 59: 2072-2082.

[29] ARREDONDO-FIGUEROA J L, PEDRO-ISLAS R, PONCE-PALAFOX J T, et al. Pigmentation of pacific white shrimp (, Boone 1931) with esterified and saponified carotenoids from red chili () in comparison to astaxanthin[J]. Revista Mexicana de Ingeniería Química, 2003, 2: 101-108.

[30] BABIN A, SACIAT C, TEIXEIRA M, et al. Limiting immunopathology: Interaction between carotenoids and enzymatic antioxidant defences[J]. Dev Comp Immunol, 2015, 49(2): 278-281.

[31] FRANZELLITTI S, FABBRI E. Differential HSP70 gene expression in the Mediterranean mussel exposed to various stressors[J]. Biochemical and Biophysical Research Communications, 2005, 336(4): 1157-1163.

[32] JIANG W D, LIU Y, HU K, et al. Copper exposure induces oxidative injury, disturbs the antioxidant system and changes the Nrf2/ARE (CuZnSOD) signaling in the fish brain: Protective effects of myo-inositol[J]. Aquatic Toxicology, 2014, 155: 301-313.

[33] SHEIKHZADEH N, TAYEFI-NASRABADI H, OUSHANI A K, et al. Effects ofsupplementation on antioxidant system and metabolism in rainbow trout ()[J]. Fish Physiol Biochem, 2012, 38(2): 413-419.

[34] HILL G E, MONTGOMERIE R, INOUYE C Y, et al. Influence of dietary carotenoids on plasma and plumage color in the house finch-intrasexual and intersexual variation[J]. Functional Ecology, 1994, 8(3): 343-350.

[35] AAS G H, BJERKENG B, STOREBAKKEN T, et al. Blood appearance, metabolic transformation and plasma transport proteins of (14)C-astaxanthin in Atlantic salmon (L.)[J]. Fish Physiology and Biochemistry, 1999, 21(4): 325-334.

[36] 李曉華, 王寶杰, 王雷, 等. 對蝦血淋巴脂蛋白的生化特征及分子克隆研究進展[J]. 海洋科學, 2008, 32(11): 80-83. LI Xiaohua, WANG Baojie, WANG Lei, et al. Biochemical characteration and molecular cloning of penaeid shrimp hemolymph lipoproteins[J]. Marine Sciences, 2008, 32(11): 80-83.

Resource tradeoff between coloring and antioxidation of astaxanthin inunder salinity stress

YANG Meng-xuan1, 3, WANG Bao-jie1, 2, LIU Mei4, JIANG Ke-yong1, 2, ZHONG Chen4, WANG Lei1, 2, 3

(1. CAS and Shandong Province Key Laboratory of Experimental Marine Biology, Institute of Oceanology, Chinese Academy of Sciences, Qingdao 266071, China; 2. Center for Ocean Mega-Science, Chinese Academy of Sciences, Qingdao 266071, China; 3. University of Chinese Academy of Sciences, Beijing 100049, China; 4.Aquatic Organisms Quality Evaluation and Utilization Engineering Research Center, Marine Science Research Institute of Shandong Province, Qingdao 266104, China)

The environmental pressure generated by industrial culture causes stress and weakening of the body color of the shrimp. Our results show that astaxanthin (d-AST) and synthetic astaxanthin (p-AST) contents in the hepatopancreas of shrimps treated with astaxanthin increased by 48.0% and 17.5%, respectively, compared with those who were not treated with any form of astaxanthin. Astaxanthin content in shrimp shells increased by 42.8% and 45.2%, respectively. d-AST rich in esterified astaxanthin was deposited in high amounts in the hepatopancreas, whereas p-AST composed of free astaxanthin was deposited in high amounts in the shell. Different tissues had preferences for different forms of astaxanthin. The body color of shrimps in the two treatment groups was significantly enhanced. Astaxanthin content in hepatopancreas of d-AST and p-AST decreased by 15.1% and 5.7% after applying salinity stress, respectively, whereas its content in the control group remained unchanged. Astaxanthin content in shrimp shells of d-AST, p-AST and control group significantly decreased by 17.8%, 52.9%, and 14.3%, respectively. The expression of the gene encoding the astaxanthin transporter β-1, 3-glucan-binding protein (βGBP-HDL) was significantly upregulated after 24 h of stress, which may reduce astaxanthin content in the shrimp shell. A simultaneous upregulation in the expression of antioxidant genes with the progression of stress was observed in the two treatment groups compared with the control group. The antioxidant capacity of the groups increased, subsequently decreased, and finally reached the maximum value at 48 h. At 48 h, d-AST and p-AST were 1.35 and 1.30 times that of the control group, respectively. Therefore, we speculate that astaxanthin content in shrimp affects pigmentation and antioxidant functions according to the resource balance principle. Under environmental stress conditions, astaxanthin used for pigmentation (shrimp shell) is preferentially transported to the hepatopancreas to participate in antioxidation, which weakens body color and increases antioxidant capacity.

; astaxanthin; body color; antioxidation

Apr. 12, 2023

[National Natural Science Foundation of China-Joint 322 Fund of Shandong People’s Government, No. U1706209; Yellow River Delta Industry Leading Talent Project; Research Supplement Fund for Marine Science Research Institute of Shandong Province]

S963.14

A

1000-3096(2023)10-0032-11

10.11759/hykx20230412001

2023-04-12;

2023-04-26

國家自然科學基金項目(NSFC-山東聯合基金)(U1706209); 黃河三角洲產業領軍人才項目; 山東省海洋科學研究院科研補助經費

楊夢煊(1998—), 男, 湖北黃岡人, 碩士研究生, 主要從事凡納濱對蝦營養與免疫學研究, E-mail: yangmx998@163.com; 王雷(1966—),通信作者, 男, 研究員, 主要從事水產動物營養免疫、環境調控、病害防治及水產品安全學研究, E-mail: wanglei@qdio.ac.cn

(本文編輯: 譚雪靜)