早期胚胎極性建立及對譜系分化的影響

朱奕，陳雪沁，冷麗智,2，林戈,2

綜 述

早期胚胎極性建立及對譜系分化的影響

朱奕1，陳雪沁1，冷麗智1,2，林戈1,2

1. 中南大學基礎醫學院生殖與干細胞工程研究所，長沙 410000 2. 中信湘雅生殖與遺傳?？漆t院，長沙 410000

極性建立是影響早期胚胎發育的關鍵因素之一。極性建立起始于8細胞胚胎的肌球蛋白磷酸化，磷酸化激活肌動蛋白導致其啟動收縮力。隨后，肌動蛋白發生重組在每個卵裂球的非接觸表面形成富含微絨毛的頂端結構域，并在極性蛋白復合物等的共同作用下形成標志著頂端結構域成熟的肌動球蛋白環。從極性建立的過程可知，頂端結構域的形成受到肌動蛋白相關蛋白以及極性蛋白復合物的影響，并且部分合子基因組激活(zygote genome activation, ZGA)和譜系分化特異性基因也會調控極性建立。在早期胚胎發育過程中，極性建立是第一次細胞譜系分化的基礎。它通過影響不對稱細胞分裂、譜系分化因子的不對稱定位以及Hippo信號通路的活性來調控譜系分離和形態發生。本文對哺乳動物早期胚胎極性建立及對譜系分化影響的相關研究進行了梳理和總結，并討論了目前已有研究在調控機制和物種方面的不足，以期為闡明早期胚胎極性建立提供線索與系統性視角。

早期胚胎發育；胚胎極性建立；譜系分化

細胞極化是指細胞形狀、蛋白質分布和細胞功能的不對稱性，是細胞的基本特性之一[1]。細胞極化可以使細胞發生不對稱分裂，產生具有不同功能和細胞命運的細胞，進而發育成完整的正常組織并維持組織的穩態。細胞極化已被證明是進化生物學中的一個關鍵事件。對于單細胞生物，例如釀酒酵母()和裂殖酵母()等，極化是繁殖發生的機制[1]。對于更復雜的生物，如秀麗隱桿線蟲()和黑腹果蠅()等，極化導致不同身體部位的發育和組織，包括神經系統和翅膀組織[2,3]。因此，細胞極化是細胞分化、遷移、形成多細胞復雜生物體并維持基本生命活動的基礎[4]。

哺乳動物新一代的生命起始于卵母細胞與精子融合形成的受精卵，從受精卵到植入子宮之間的發育窗口稱為植入前胚胎發育過程。在人早期胚胎發育過程中，受精卵發生合子基因組激活(zygote genome activation，ZGA)、經歷致密化(compaction)、建立胚胎極性并分化為內細胞團(inner cell mass，ICM)和滋養外胚層(trophectoderm，TE)，在第5天左右形成有腔囊胚[5]。人和小鼠早期胚胎的第一次細胞命運決定促使ICM和TE譜系分化，而觸發譜系分化的關鍵事件是胚胎極性的建立[6]。本文對早期胚胎極性建立過程進行了闡述，強調了肌動蛋白相關蛋白、缺陷性分配(partitioning defective，PAR)極性蛋白復合物和部分ZGA基因在極性建立過程中的重要作用，并總結了目前關于極性建立影響譜系分化的可能途徑。

1 早期胚胎極性建立的過程

從受精后至發育第3天，哺乳動物的受精卵會經歷3次卵裂發育到8細胞。在8細胞階段之前，小鼠植入前胚胎內早期卵裂球的細胞大小和形狀在形態上是無法區分的[7]。此時，胚胎通過一個稱為致密化的過程，相鄰卵裂球的位置變得更近，形態上從松散附著的細胞組合轉變成一個完整的實體，并在無細胞接觸的表面形成富含微絨毛的頂端結構域[8]。有研究表明，胚胎發生致密化和建立細胞極性均與肌動蛋白重塑過程密切相關[9,10]，并且肌動球蛋白網絡組織的極化是PAR極性蛋白復合物定位于頂端結構域的先決條件[11]。胚胎進入8細胞階段后，卵裂球表面的肌球蛋白就會被其輕鏈的磷酸化激活，隨后與肌動蛋白細絲結合[12]。這一過程的直接結果是肌球蛋白的收縮力被啟動，這會導致卵裂球頂端表面張力的凈增加，超過細胞連接處的張力，從而推動胚胎的致密化[13]。隨著胚胎的發育，肌球蛋白皮質進一步重塑，在無細胞接觸的表面中間形成肌動蛋白帽。此時各種頂端極性蛋白也會在頂端富集，包括受外部肌動球蛋白限制的PAR極性蛋白復合物和絨毛相關的ERM(ezrin/radaxin/meosin)家族成員蛋白以及一些緊密連接蛋白，如JAM-1[14]。當這種積累持續時，負向調節肌動球蛋白網狀結構的PAR復合物和調節頂端蛋白橫向遷移的RhoA激酶一起將肌動蛋白帽從中心排除到生長的頂端斑塊的外圍，最終形成標志著頂端結構域成熟的肌動球蛋白環[11,15]。在哺乳動物植入前胚胎發育過程中，頂端-基底極性建立被認為是導致第一次譜系分化的重要不對稱線索[16]。

2 調控極性建立的關鍵因素

現有研究認為小鼠早期胚胎發育的極性建立過程分為兩個階段。從早期8細胞(細胞分裂后1 h內)到中期8細胞(細胞分裂后3～4 h)的第一個階段，肌動球蛋白網絡在胚胎致密化過程中極化到無細胞接觸表面，肌動蛋白逐漸在頂端定位，此時PAR極性蛋白復合物在細胞皮層周圍保持均勻分布；第二個階段發生在中晚期8細胞階段(細胞分裂后5～8 h)，PAR極性蛋白復合物與其他保守的頂端蛋白開始向頂端積累，在極性蛋白發生頂端富集時，肌動蛋白重新分布形成環狀結構包圍頂端結構域[11]。因此，調控肌動蛋白重塑以及影響PAR極性蛋白復合物表達的關鍵基因均會影響早期胚胎的極性建立。

2.1 調控極性建立的肌動蛋白相關蛋白

肌動蛋白相關蛋白2/3(actin-related protein 2/3, ARP2/3)復合物是一種關鍵的肌動蛋白成核因子，其核心成分是ARP2和ARP3以及將兩種肌動蛋白相關蛋白連接到母絲上的5個亞基——ARPC1-5[17～19]。這些蛋白質最早是通過遺傳和基因組方法在釀酒酵母、裂殖酵母[20,21]、黑腹果蠅[22]和秀麗隱桿線蟲[23]中被分離鑒定出來的。后續研究發現ARP2/3復合物參與一系列生物學過程，如胞吞作用[24,25]、細胞遷移和粘附[26～28]，抑制該復合物的活性會導致有絲分裂期間細胞極性建立失敗和細胞分裂異常[17,19]。

ARP2/3復合物對細胞極性建立的影響貫穿于卵母細胞成熟與精子發生以及胚胎發育的整個過程中。早在卵母細胞減數分裂成熟和精子發生時，ARP2/3復合物就起著重要的作用。2011年，Sun等[29]發現ARP2蛋白主要集中在小鼠卵母細胞的皮層中，并與肌動蛋白共定位。當用特異性抑制劑處理或RNA干擾(RNA interference，RNAi)破壞ARP2/3復合物活性時，肌動蛋白帽和皮質顆粒結構域的形成受到影響；從而導致小鼠卵母細胞減數分裂成熟期間紡錘體遷移和細胞分裂失敗。該研究證明了ARP2/3蛋白通過對小鼠卵母細胞減數分裂成熟過程中皮質重組、紡錘體遷移、不對稱細胞分裂的廣泛影響來調節卵母細胞極化[29]。此外，敲除肌動蛋白相關蛋白復合物亞基1b (actin-related protein complex subunit 1b，)也會擾亂生殖細胞進入G2/M期的能力，阻礙細胞分裂，并導致成熟精子極性建立缺陷[30]。

在小鼠植入前胚胎發育過程中，ARP2/3復合物集中在2～8細胞胚胎每個卵裂球頂端的皮質層以及桑椹胚和囊胚的外圍區域，在受精卵階段，抑制ARP2/3復合物的活性會導致細胞分裂失敗，在單個細胞內觀察到兩個或多個細胞核。在后續發育過程中，小鼠胚胎的肌動蛋白表達水平下降，胚胎未能致密化并失去頂端-基底極性，抑制8細胞胚胎表達ARP2/3復合物將導致囊胚形成失敗，具體表現為胚胎極性喪失以及TE和ICM譜系分化失敗[31]。這些數據表明ARP2/3復合物是小鼠植入前胚胎發育所必需的[31]。另外，在小鼠胚胎干細胞(mouse embryonic stem cells，mESCs)分化為外胚層樣細胞(epiblast- like cells，EpiLCs)過程中，其集落形態和肌動蛋白結構的變化取決于ARP2/3復合物的活性，復合物活性的喪失會延遲胚胎進入多能狀態的進程，繼而破壞所有3個胚層(外胚層、滋養外胚層和原始內胚層)的譜系分化[32]。

2.2 調控極性建立的PAR極性蛋白復合物

PAR極性蛋白復合物廣泛存在于秀麗隱桿線蟲單細胞胚胎[33～35]、果蠅神經母細胞和上皮細胞[36,37]以及哺乳動物上皮細胞[38,39]中，在細胞連接和細胞極性建立過程中發揮著重要作用。PAR極性蛋白復合物是一類能夠相互結合并和多種其他細胞極性調節蛋白結合的多結構域蛋白，包括PAR3、PAR6和非典型蛋白激酶C (atypical protein kinase C，aPKC,也稱為PKCζ)[40]。在早期胚胎發育過程中，PAR極性蛋白復合物在小鼠胚胎中的不對稱分布始于致密化過程中的8細胞階段，并且參與胚胎的第一次譜系分化和囊胚形態發生[41]。隨著早期胚胎發育過程的推進，PAR3和aPKC逐漸局限于卵裂球頂端質膜和緊密連接處，干擾它們的表達會導致細胞偏向于發育為ICM[42]。但是aPKC的表達對8細胞和桑椹胚極性的影響是不同的，其表達對于8細胞胚胎極性的建立是可有可無的，但對于桑椹胚極性的定位和穩定至關重要[43]。

在哺乳動物植入前胚胎發育過程中，研究最多的PAR極性蛋白復合物成員是PAR6。在小鼠中發現了3種PAR6同系物，即PARD6A、PARD6B和PARD6G[44]，其中是植入前胚胎發育過程中表達的主要基因[41,45]。是囊胚形態發生所必需的，其通過調控頂端-基底細胞極性建立、緊密連接形成、細胞旁通透性封閉和TE譜系特異性基因的表達來影響囊胚形成[46]。同時，Hippo信號通路的異常激活將拮抗PAR復合物組分PARD6B和aPKC蛋白的頂端定位，抑制頂端結構域的正常形成，從而將細胞引導到內部的ICM命運[47]。

2.3 調控極性建立的其他關鍵因子

首先，除了肌動蛋白相關蛋白會調控早期胚胎極性建立外，另一細胞骨架成分——角蛋白在細胞分裂過程中會被外層子細胞不對稱遺傳，它是小鼠和人類早期胚胎的細胞骨架中第一個表現出顯著細胞間異質性的主要成分。它會通過穩定肌動蛋白皮層以促進胚胎頂端極化和基因的特異性表達，從而指定早期胚胎的滋養外胚層譜系分化[48]。

在探究小鼠胚胎從頭極化機制的研究中發現，頂端結構域的形成需要兩個關鍵條件：在小鼠胚胎中發生在1～4細胞階段而在人胚胎中發生在2～8細胞階段的ZGA和肌動球蛋白復合物的皮質定位，該研究找到了兩個對胚胎極性建立起關鍵調控作用的ZGA基因——轉錄因子AP-2γ (transcription factor AP-2 gamma,)和TEA結構域轉錄因子4(TEA domain transcription factor 4，)[5,15]。干擾和會延遲8～16細胞階段的極化，而過度表達則會導致4細胞胚胎提早極化，和通過激活等ARP2/3復合物基因的表達來調控胚胎極化。干擾基因的表達以及用CK666 (一種ARP2/3蛋白復合物的抑制劑)處理都會導致胚胎頂端結構域形成缺陷，并抑制了和誘導的4細胞胚胎頂端蛋白提早極化，依賴于和的肌動蛋白動力學調節是ezrin簇生長和頂端蛋白形成所必需的[15]。事實上，早在2012年，Choi等[49]就發現對于小鼠植入前胚胎發育過程中桑椹胚到囊胚的過渡至關重要，它直接與、、、和等基因的啟動子結合，進而調控胚胎極性建立、緊密連接、液體積聚和細胞增殖。對的進一步研究發現，其在小鼠早期胚胎中充當CDX2表達和位置依賴性Hippo信號傳導的新型上游調節因子，它通過激活表達、控制肌動蛋白動力學以及增強細胞極性等多種途徑抑制Hippo信號傳導，進而調控小鼠胚胎的TE分化[50]。

尾部相關同源盒蛋白2(caudal-related homeobox protein 2，CDX2)是Hippo信號通路調控的下游分子，它是TE發育所必需的轉錄因子[51]。Jedrusik等[52]發現胚胎極性建立和表達之間存在互相增強的關系：可以通過上調的表達與穩定極性表型來促進極性建立，但CDX2分布也會受到胚胎極性建立的影響，頂端結構域的成功形成可以確保mRNA正確定位到外部卵裂球。另外，在小鼠4細胞胚胎卵裂球中具有異質性的組蛋白共激活劑相關精氨酸甲基轉移酶1(coactivator-associated arginine methyltransferase 1，CARM1)[53]的過表達會下調細胞極性基因(如和)以及轉錄因子的表達，但會增加拮抗劑的表達，進而調控不對稱分裂導致胚胎向ICM譜系分化[54]。

除此之外，最近的研究還發現，翻譯調節因子BZW1(basic leucine zipper and W2 domains 1)在小鼠早期胚胎發育過程中，通過維持翻譯起始密碼子選擇的平衡來保障蛋白質的翻譯水平，從而推動胚胎發育和致密化進程，敲低胚胎無法進行壓實，并表現出囊胚形成率降低[55]。

3 極性建立對早期胚胎譜系分化的影響

發生在哺乳動物8細胞胚胎中的頂端-基底細胞極性建立在早期胚胎TE和ICM譜系分化過程中起關鍵作用，它主要通過調控不對稱細胞分裂、譜系分化因子的不對稱定位以及Hippo信號通路的活性來影響譜系分化。

3.1 極性建立調控不對稱細胞分裂

在有絲分裂過程中，頂端結構域的存在使細胞發生不對稱細胞分裂，從而產生極性(有頂端結構域)和非極性(無頂端結構域)子細胞。在8細胞到桑椹胚階段的過渡期間，定向分裂可以將部分子細胞推向胚胎內部，這一不對稱分裂由頂端結構域中存在的差異收縮力驅動[56,57]。并且只有當表面收縮力的差異超過可預測的閾值時，細胞才會發生內化，用激光消融肌球蛋白的連接后，發現皮質張力的減小會導致某些細胞的頂端表面收縮力減小，進而導致它們無法被分配到胚胎內部[57]。后續還有研究利用生物物理測量的方法證實了頂端結構域的不對稱分離會使得卵裂球產生不同的收縮力，從而引導它們分配到內部和外部位置[58]。Korotkevich等[16]則將頂端結構域移植到無頂端結構域的卵裂球上，發現頂端結構域會控制細胞分裂過程中紡錘體的方向，進而誘導不對稱細胞分裂。

3.2 極性建立調控關鍵譜系分化因子的不對稱定位

頂端結構域能保證微管和肌動蛋白細胞骨架的完整性，以維持和穩定關鍵譜系分化轉錄本及其調控元件在極性和非極性細胞中的不對稱定位。例如調控TE譜系分化的基因，mRNA定位取決于開放閱讀框(open reading frame，ORF)內的97 nt順式元件，其正確定位依賴于完整的肌動蛋白和微管細胞骨架以及成熟的頂端結構域，在小鼠胚胎8細胞晚期，優先定位于頂端，在8細胞向桑椹胚過渡期間會不對稱地遺傳給內外子細胞。定位元件的不對稱定位導致外部細胞獲得更多的mRNA，進而指導外部細胞分化為TE；而內部細胞不會遺傳轉錄本，不表達CDX2蛋白，使得它們發育為ICM[59]。最近，Hawdon等[60]使用熒光RNA染料實時成像的方法發現，在小鼠胚胎發育的2～8細胞階段，RNA以點狀病灶的形式廣泛分散到卵裂球的整個細胞質中，沒有明顯的時空模式。而在晚期16細胞胚胎中，RNA的量從卵裂球頂端到基底逐漸增加，并且這種時空控制的轉運過程需要微管、溶酶體囊泡和膜聯蛋白共同發揮作用，但RNA翻譯所需的組件在16細胞胚胎的外卵裂球中顯示出優先的頂端定位[60]。

此外，收縮力也會控制Yes相關蛋白(yes- associated protein，YAP)的亞細胞定位，當收縮力增加時，YAP更加定位在細胞核中，從而調控胚胎譜系分化[61]。在小鼠早期胚胎譜系分化過程中，隨著細胞發生內化，卵裂球頂端皮層的核纖層蛋白表達降低，使得肌動蛋白成核因子FORMIN2和ARP2/3復合物的定位從細胞核轉移到細胞質。細胞質中肌動蛋白豐度的增加可以穩定血管抑制素結合蛋白(angiomotin，AMOT)的表達，促進YAP磷酸化和ICM命運的獲得；而在外細胞中核纖層蛋白表達升高，高水平的核纖層蛋白可以防止YAP磷酸化，未磷酸化的YAP可以進入細胞核與結合使表達指定TE譜系命運[62]。這些都說明頂端結構域能夠通過調控核纖層蛋白的表達來控制肌動蛋白的分布，以差異調節譜系分化因子的定位。

3.3 極性建立調控Hippo信號通路的活性

早期胚胎的每個細胞都依賴于細胞極性和細胞粘附之間的平衡來調節位置依賴性Hippo信號通路的傳導和下游譜系特異性基因的活性，極性狀態將胚胎細胞分為兩個具有不同Hippo信號活性的群體，進而調節TE和ICM譜系特異性轉錄因子的差異表達以決定細胞的譜系命運[51]。在外層極性細胞中，頂端結構域和RhoA激酶將AMOT從連接處隔離出來，將其定位在頂端與皮質肌動蛋白結合并保持未磷酸化狀態，LATS1/2激酶活性因此受到抑制，Hippo信號通路處于失活狀態?；钚员灰种频腖ATS1/2激酶無法將轉錄輔因子YAP磷酸化，而未磷酸化的YAP會進入細胞核并與結合，進而激活調控TE分化的關鍵轉錄因子和表達，促使細胞向TE發育；在內層非極性細胞中，AMOT被包圍在細胞的連接處并與E-鈣粘蛋白和Nf2間接結合，在那里它通過LATS1/2激酶磷酸化而被激活，Hippo信號通路處于活化狀態。LATS1/2激酶也會磷酸化YAP，磷酸化的YAP無法進入細胞核，激活因此受阻，多能性轉錄因子和表達上調，促使細胞向ICM發育[63～65]。

4 結語與展望

近年來，研究者們通過與其他物種和其他細胞(如上皮細胞和神經細胞等)進行類比的方式對哺乳動物早期胚胎的極性建立進行了探究，對此有了一些新的見解，圖1總結了早期胚胎極性建立的過程及其對譜系分化的影響，但仍存在許多未解決的問題。首先，Hippo信號通路的重要效應分子YAP-TEAD復合物可能對早期胚胎極性建立也起到關鍵調控作用。Yu等[66]發現小鼠卵母細胞中積累的母源性YAP是早期胚胎ZGA的關鍵激活因子，母源YAP的敲除會影響小鼠2～4細胞胚胎的發育進程。并且，在人和小鼠的衰老過程中，卵母細胞的發育潛能下降與母源mRNA的降解不足密切相關[67]，而YAP-TEAD介導的轉錄對于母源mRNA清除至關重要，大多數清除不成功的胚胎未能發育成囊胚，并阻滯在4～8細胞階段[68]。那么YAP-TEAD復合物是否是通過調控母源mRNA降解從而為8細胞胚胎的極性建立和致密化發生提供分子基礎和前提呢？

圖1 早期胚胎極性建立的過程及其對譜系分化的影響

在小鼠早期胚胎發育過程中，8細胞階段的ZGA使、和等轉錄因子表達，從而調控頂端極性蛋白的協同募集。協同募集與RhoA激酶調控的頂端蛋白橫向移動相互作用，成功建立頂端結構域。早期胚胎極性的成功建立會通過影響早期胚胎卵裂球的不對稱細胞分裂、關鍵譜系分化因子的不對稱定位以及Hippo信號通路的活性來調控譜系分化。

另外，盡管負責頂端結構域形成的分子相互作用——肌動蛋白的重塑以及肌動蛋白環的形成，已經得到了很好的研究，但激活哺乳動物早期胚胎極化的確切分子機制仍不清楚。最近的工作已經闡明了一些可能的信號通路。例如，在小鼠植入前胚胎發育過程中，磷脂酶C (phospholipase C，PLC)介導的磷脂酰肌醇二磷酸(phosphatidylinositol(4,5)bisphosphate，PIP2)水解會激活PKC，從而啟動頂端皮層肌動蛋白的積聚。PKC繼續激活RhoA激酶，進一步促進肌動蛋白網絡極化，PAR極性蛋白復合物也被招募到頂端表面，從而將肌動蛋白排除在外層，形成完整的頂端結構域[11]。同樣，PLC信號通路也是人早期胚胎極性建立所必需的，其激活是觸發人胚胎極化的上游機制，對TE譜系分化起著至關重要的作用[69]。但極性建立過程是否僅靠PLC信號通路就能完成？用來構建頂端結構域的其他分子機制還有哪些？近年來日益發展的實時成像技術、新組學技術以及計算建模和基于人工智能的技術可能有助于人們深入了解這些理論。

最后，目前關于早期胚胎極性建立的研究大多以小鼠胚胎為研究對象，但是小鼠與人早期胚胎的極性建立過程存在明顯差異。例如，在小鼠胚胎中，只有當所有的8細胞胚胎卵裂球都發生極化之后，才會在后續的卵裂過程中分化出非極性細胞，但人胚胎中內部非極性細胞的產生可能不需要預先建立胚胎極性[69]?？傮w而言，早期胚胎極性建立的具體機制及其對譜系分化的影響十分復雜，并且許多問題迄今只在動物研究中得到了初步回答，關于人類的相關研究仍很缺乏。目前而言，伴隨著人類類囊胚(blastoid)模型的成功構建與類囊胚培養技術的不斷成熟，人們將不斷拓寬和加深對人植入前胚胎發育過程以及過程中關鍵事件(如極性建立和譜系分化等)的認識[70]。

[1] Nelson WJ. Adaptation of core mechanisms to generate cell polarity., 2003, 422(6933): 766–774.

[2] Mlodzik M. Planar cell polarization: do the same mechanisms regulatetissue polarity and vertebrate gastrulation?, 2002, 18(11): 564–571.

[3] Knoblich JA. Mechanisms of asymmetric stem cell division., 2008, 132(4): 583–597.

[4] Lechler T, Fuchs E. Asymmetric cell divisions promote stratification and differentiation of mammalian skin., 2005, 437(7056): 275–280.

[5] Schulz KN, Harrison MM. Mechanisms regulating zygotic genome activation., 2018, 20(4): 221–234.

[6] Zhu M, Zernicka Goetz M. Building an apical domain in the early mouse embryo: lessons, challenges and perspectives., 2020, 62: 144–149.

[7] Claire C, Yojiro Y. Lineage specification in the mouse preimplantation embryo.,2016, 143(7): 1063–1074.

[8] Pratt HP, Ziomek CA, Reeve WJ, Johnson MH. Compaction of the mouse embryo: an analysis of its components., 1982, 70: 113–132.

[9] Lim HYG, Plachta N. Cytoskeletal control of early mammalian development., 2021, 22(8): 548–562.

[10] Zenker J, White MD, Gasnier M, Alvarez YD, Lim HYG, Bissiere S, Biro M, Plachta N. Expanding actin rings zipper the mouse embryo for blastocyst formation., 2018, 173(3): 776–791.e17.

[11] Zhu M, Leung CY, Shahbazi MN, Zernicka-Goetz M. Actomyosin polarisation through PLC-PKC triggers symmetry breaking of the mouse embryo., 2017, 8(1): 921.

[12] Vicente-Manzanares M, Ma XF, Adelstein RS, Horwitz AR. Non-muscle myosin II takes centre stage in cell adhesion and migration., 2009, 10(11): 778–790.

[13] Ma?tre JL, Niwayama R, Turlier H, Nédélec F, Hiiragi T. Pulsatile cell-autonomous contractility drives compaction in the mouse embryo., 2017, 17(7): 849–855.

[14] Leung CY, Zhu M, Zernicka-Goetz M. Polarity in cell-fate acquisition in the early mouse embryo., 2016, 120: 203–234.

[15] Zhu M, Cornwall-Scoones J, Wang PZ, Handford CE, Na J, Thomson M, Zernicka-Goetz M. Developmental clock and mechanism ofpolarization of the mouse embryo., 2020, 370(6522): eabd2703.

[16] Korotkevich E, Niwayama R, Courtois A, Friese S, Berger N, Buchholz F, Hiiragi T. The apical domain is required and sufficient for the first lineage segregation in the mouse embryo., 2017, 40(3): 235–247.e7.

[17] Goley ED, Welch MD. The ARP2/3 complex: an actin nucleator comes of age., 2006, 7(10): 713–726.

[18] Campellone KG, Welch MD. A nucleator arms race: cellular control of actin assembly., 2010, 11(4): 237–251.

[19] Rouiller I, Xu XP, Amann KJ, Egile C, Nickell S, Nicastro D, Li R, Pollard TD, Volkmann N, Hanein D. The structural basis of actin filament branching by the Arp2/3 complex., 2008, 180(5): 887–895.

[20] Lees-Miller JP, Henry G, Helfman DM. Identification of act2, an essential gene in the fission yeastthat encodes a protein related to actin., 1992, 89(1): 80–83.

[21] Schwob E, Martin RP. New yeast actin-like gene required late in the cell cycle., 1992, 355(6356): 179–182.

[22] Fyrberg FE. Ahomologue of thegene., 1993, 31(7–8): 329–341.

[23] Waterston R, Martin C, Craxton M, Huynh C, Coulson A, Hillier L, Durbin R, Green P, Shownkeen R, Halloran N. A survey of expressed genes in., 1992, 1(2): 114–123.

[24] Moreau V, Galan JM, Devilliers G, Haguenauer-Tsapis R, Winsor B. The yeast actin-related protein Arp2p is required for the internalization step of endocytosis., 1997, 8(7): 1361–1375.

[25] Schaerer-Brodbeck C, Riezman H. Functional interactions between the p35 subunit of the Arp2/3 complex and calmodulin in yeast., 2000, 11(4): 1113– 1127.

[26] Bailly M, Ichetovkin I, Grant W, Zebda N, Machesky LM, Segall JE, Condeelis J. The F-actin side binding activity of the Arp2/3 complex is essential for actin nucleation and lamellipod extension., 2001, 11(8): 620–625.

[27] Rogers SL, Wiedemann U, Stuurman N, Vale RD. Molecular requirements for actin-based lamella formation inS2 cells., 2003, 162(6): 1079–1088.

[28] Steffen A, Faix J, Resch GP, Linkner J, Wehland J, Small JV, Rottner K, Stradal TEB. Filopodia formation in the absence of functional WAVE- and Arp2/3-complexes., 2006, 17(6): 2581–2591.

[29] Sun SC, Wang ZB, Xu YN, Lee SE, Cui XS, Kim NH. Arp2/3 complex regulates asymmetric division and cytokinesis in mouse oocytes., 2011, 6(4): e18392.

[30] Kumar A, Dumasia K, Deshpande S, Gaonkar R, Balasinor NH. Actin related protein complex subunit 1b controls sperm release, barrier integrity and cell division during adult rat spermatogenesis., 2016, 1863(8): 1996–2005.

[31] Sun SC, Wang QL, Gao WW, Xu YN, Liu HL, Cui XS, Kim NH. Actin nucleator Arp2/3 complex is essential for mouse preimplantation embryo development., 2012, 25(4): 617–623.

[32] Aloisio FM, Barber DL. Arp2/3 complex activity is necessary for mouse ESC differentiation, times formative pluripotency, and enables lineage specification., 2021, 17(6): 1318–1333.

[33] Bowerman B, Shelton CA. Cell polarity in the earlyembryo., 1999, 9(4): 390–395.

[34] Rose LS, Kemphues KJ. Early patterning of theembryo., 1998, 32(1): 521–545.

[35] Etemad-Moghadam B, Guo S, Kemphues KJ. Asymmetrically distributed PAR-3 protein contributes to cell polarity and spindle alignment in earlyembryos., 1996, 83(5): 743–752.

[36] Matsuzaki F. Asymmetric division ofneural stem cells: a basis for neural diversity., 2000, 10(1): 38–44.

[37] Wodarz A, Ramrath A, Grimm A, Knusta E.atypical protein kinase C associates with bazooka and controls polarity of epithelia and neuroblasts., 2000, 150(6): 1361–1374.

[38] Suzuki A, Yamanaka T, Hirose T, Manabe N, Mizuno K, Shimizu M, Akimoto K, Izumi Y, Ohnishi T, Ohno S. Atypical protein kinase C is involved in the evolutionarily conserved par protein complex and plays a critical role in establishing epithelia-specific junctional structures., 2001, 152(6): 1183–1196.

[39] Itoh M, Sasaki H, Furuse M, Ozaki H, Kita T, Tsukita S. Junctional adhesion molecule (JAM) binds to PAR-3: a possible mechanism for the recruitment of PAR-3 to tight junctions., 2001, 154(3): 491–497.

[40] Tepass U. The apical polarity protein network inepithelial cells: regulation of polarity, junctions, morphogenesis, cell growth, and survival., 2012, 28(1): 655–685.

[41] Vinot S, Le T, Ohno S, Pawson T, Maro B, Louvet-Vallée S. Asymmetric distribution of PAR proteins in the mouse embryo begins at the 8-cell stage during compaction., 2005, 282(2): 307–319.

[42] Plusa B, Frankenberg S, Chalmers A, Hadjantonakis AK, Moore CA, Papalopulu N, Papaioannou VE, Glover DM, Zernicka-Goetz M. Downregulation of Par3 and aPKC function directs cells towards the ICM in the preim-plantation mouse embryo., 2005, 118(3): 505–515.

[43] Nicolas D, Tran L, Bernard M, Louvet-Vallée S. Inactivation of aPKCλ reveals a context dependent allocation of cell lineages in preimplantation mouse embryos., 2009, 4(9): e7117.

[44] Joberty G, Petersen C, Gao L, Macara IG. The cell-polarity protein Par6 links Par3 and atypical protein kinase C to Cdc42., 2000, 2(8): 531–539.

[45] Cui XS, Li XY, Shen XH, Bae YJ, Kang JJ, Kim NH. Transcription profile in mouse four-cell, morula, and blastocyst: genes implicated in compaction and blastocoel formation., 2007, 74(2): 133–143.

[46] Alarcon VB. Cell polarity regulator PARD6B is essential for trophectoderm formation in the preimplantation mouse embryo., 2010, 83(3): 347–358.

[47] Frum T, Murphy TM, Ralston A. Hippo signaling resolves embryonic cell fate conflicts during establishment of pluripotency., 2018, 7: e42298.

[48] Lim HYG, Alvarez YD, Gasnier M, Wang YM, Tetlak P, Bissiere S, Wang HM, Biro M, Plachta N. Keratins are asymmetrically inherited fate determinants in the mammalian embryo., 2020, 585(7825): 404–409

[49] Choi I, Carey TS, Wilson CA, Knott JG. Transcription factor AP-2γ is a core regulator of tight junction biogenesis and cavity formation during mouse early embryogenesis., 2012, 139(24): 4623–4632.

[50] Cao ZB, Carey TS, Ganguly A, Wilson CA, Paul S, Knott JG. Transcription factor AP-2γ induces early Cdx2 expression and represses Hippo signaling to specify the trophectoderm lineage., 2015, 142(9): 1606–1615.

[51] Nishioka N, Inoue KI, Adachi K, Kiyonari H, Ota M, Ralston A, Yabuta N, Hirahara S, Stephenson RO, Ogonuki N, Makita R, Kurihara H, Morin-Kensicki EM, Nojima H, Rossant J, Nakao K, Niwa H, Sasaki H. The Hippo signaling pathway components Lats and Yap pattern Tead4 activity to distinguish mouse trophectoderm from inner cell mass., 2009, 16(3): 398–410.

[52] Jedrusik A, Parfitt DE, Guo GJ, Skamagki M, Grabarek JB, Johnson MH, Robson P, Zernicka-Goetz M. Role of Cdx2 and cell polarity in cell allocation and specification of trophectoderm and inner cell mass in the mouse embryo., 2008, 22(19): 2692–2706.

[53] Hupalowska A, Jedrusik A, Zhu M, Bedford MT, Glover DM, Zernicka-Goetz M. CARM1 and paraspeckles regulate pre-implantation mouse embryo development., 2019, 175(7): 1902–1916.

[54] Parfitt DE, Zernicka-Goetz M. Epigenetic modification affecting expression of cell polarity and cell fate genes to regulate lineage specification in the early mouse embryo., 2010, 21(15): 2649–2660.

[55] Zhang J, Pi SB, Zhang N, Guo J, Zheng W, Leng LZ, Lin G, Fan HY. Translation regulatory factor BZW1 regulates preimplantation embryo development and compaction by restricting global non-AUG Initiation., 2022, 13(1): 6621.

[56] Dard N, Louvet-Vallée S, Maro B. Orientation of mitotic spindles during the 8- to 16-cell stage transition in mouse embryos., 2009, 4(12): e8171.

[57] Samarage CR, White MD, álvarez YD, Fierro-González JC, Henon Y, Jesudason EC, Bissiere S, Fouras A, Plachta N. Cortical tension allocates the first inner cells of the mammalian embryo., 2015, 34(4): 435–447.

[58] Ma?tre JL, Turlier H, Illukkumbura R, Eismann B, Niwayama R, Nedelec F, Hiiragi T. Asymmetric division of contractile domains couples cell positioning and fate specification., 2016, 536(7616): 344–348.

[59] Skamagki M, Wicher KB, Jedrusik A, Ganguly S, Zernicka-Goetz M. Asymmetric localization of Cdx2 mRNA during the first cell-fate decision in early mouse development., 2013, 3(2): 442–457.

[60] Hawdon A, Geoghegan ND, Mohenska M, Elsenhans A, Ferguson C, Polo JM, Parton RG, Zenker J. Apicobasal RNA asymmetries regulate cell fate in the early mouse embryo., 2023, 14(1): 2909.

[61] Dupont S, Morsut L, Aragona M, Enzo E, Giulitti S, Cordenonsi M, Zanconato F, Digabel JL, Forcato M, Bicciato S, Elvassore N, Piccolo S. Role of YAP/TAZ in mechanotransduction., 2011, 474(7350): 179–183.

[62] Skory RM, Moverley AA, Ardestani G, Alvarez Y, Domingo-Muelas A, Pomp O, Hernandez B, Tetlak P, Bissiere S, Stern CD, Sakkas D, Plachta N. The nuclear lamina couples mechanical forces to cell fate in the preimplantation embryo via actin organization., 2023, 14(1): 3101.

[63] Hirate Y, Hirahara S, Inoue KI, Suzuki A, Alarcon VB, Akimoto K, Hirai T, Hara T, Adachi M, Chida K, Ohno S, Marikawa Y, Nakao K, Shimono A, Sasaki H. Polarity-dependent distribution of angiomotin localizes Hippo signaling in preimplantation embryos., 2014, 23(13): 1181–1194.

[64] Shi XL, Yin ZX, Ling B, Wang LL, Liu C, Ruan XH, Zhang WY, Chen LY. Rho differentially regulates the Hippo pathway by modulating the interaction between Amot and Nf2 in the blastocyst., 2017, 144(21): 3957–3967.

[65] Cockburn K, Biechele S, Garner J, Rossant J. The Hippo pathway member Nf2 is required for inner cell mass specification., 2013, 16(13): 1195–1201.

[66] Yu C, Ji SY, Dang YJ, Sha QQ, Yuan YF, Zhou JJ, Yan LY, Qiao J, Tang FC, Fan HY. Oocyte-expressed yes- associated protein is a key activator of the early zygotic genome in mouse., 2016, 26(003): 275–287.

[67] Wu YW, Li S, Zheng W, Li YC, Chen L, Zhou Y, Deng ZQ, Lin G, Fan HY, Sha QQ. Publisher correction: dynamic mRNA degradome analyses indicate a role of histone H3K4 trimethylation in association with meiosis-coupled mRNA decay in oocyte aging., 2022, 13(1): 3441.

[68] Sha QQ, Zhu YZ, Li S, Jiang Y, Chen L, Sun XH, Shen L, Ou XH, Fan HY. Characterization of zygotic genome activation-dependent maternal mRNA clearance in mouse., 2020, 48(2): 879–894.

[69] Zhu M, Shahbazi M, Martin A, Zhang CX, Sozen B, Borsos M, Mandelbaum RS, Paulson RJ, Mole MA, Esbert M, Titus S, Scott RT, Campbell A, Fishel S, Gradinaru V, Zhao H, Wu KL, Chen ZJ, Seli E, de Los Santos MJ, Zernicka-Goetz M. Human embryo polarization requires PLC signaling to mediate trophectoderm specification., 2021, 10: e65068.

[70] Kagawa H, Javali A, Khoei HH, Sommer TM, Sestini G, Novatchkova M, Reimer YSO, Castel G, Bruneau A, Maenhoudt N, Lammers J, Loubersac S, Freour T, Vankelecom H, David L, Rivron N. Human blastoids model blastocyst development and implantation., 2022, 601(7894): 600–605.

Early embryonic polarity establishment and implications for lineage differentiation

Yi Zhu1, Xueqin Chen1, Lizhi Leng1,2, Ge Lin1,2

Polarity establishment is one of the key factors affecting early embryonic development. Polarity establishment begins with myosin phosphorylation in the 8-cell embryo, and phosphorylation activates actin leading to its initiation of contractility. Subsequently, actin undergoes reorganization to form an apical domain rich in microvilli on the non-contacting surface of each blastomere, and form the actomyosin ring that marks the maturation of the apical domain in conjunction with polar protein complexes and others. From the process of polarity establishment, it can be seen that the formation of the apical domain is influenced by actin-related proteins and polar protein complexes. Some zygote genome activation (ZGA) and lineage-specific genes also regulate polarity establishment. Polarity establishment underlies the first cell lineage differentiation during early embryonic development. It regulates lineage segregation and morphogenesis by affecting asymmetric cell division, asymmetric localization of lineage differentiation factors, and activity of the Hippo signaling pathway. In this review, we systematically summarize the mechanisms of early embryonic polarity establishment and its impact on lineage differentiation in mammals, and discuss the shortcomings of the currently available studies in terms of regulatory mechanisms and species, thereby providing clues and systematic perspectives for elucidating early embryonic polarity establishment.

early embryonic development; embryo polarity establishment; lineage differentiation

2023-10-25;

2023-12-21;

2024-01-10

國家自然科學基金項目(編號：82001556)資助[Supported by the National Natural Science Foundation of China(No. 82001556)]

朱奕，碩士研究生，專業方向：生殖遺傳學。E-mail: 13387481620@163.com

林戈，博士，研究員，研究方向：生殖醫學。E-mail: linggf@hotmail.com

10.16288/j.yczz.23-268

(責任編委: 杜茁)