光照對鮮青花椒干燥過程中葉綠素降解的影響

汪 洋，闞建全*

（西南大學食品科學學院，重慶市農產品加工及貯藏重點實驗室，重慶 400715）

光照對鮮青花椒干燥過程中葉綠素降解的影響

汪 洋，闞建全*

（西南大學食品科學學院，重慶市農產品加工及貯藏重點實驗室，重慶 400715）

以鮮青花椒為原材料，研究在3種單色光黃光、藍光、紫外光以及日光（復合光）對鮮青花椒干燥過程中色澤和葉綠素及其衍生物含量的變化，以確定光照對鮮青花椒干燥過程中葉綠素降解的影響。結果表明：在整個干燥過程中，鮮青花椒果皮的綠色逐漸褪去，并逐漸變暗；其中，紫外光作用最顯著，能使鮮青花椒由綠色轉變為褐色；同時，鮮青花椒的葉綠素均有不同程度的降解，其中紫外光干燥能使葉綠素a和葉綠素b降解57.94%；光照會引起葉綠素衍生物的代謝紊亂，包括脫鎂葉綠素a、脫鎂葉綠酸a和焦脫鎂葉綠酸a，在紫外光和日光照射的干燥中，還會產生少量焦脫植基葉綠素a、焦脫鎂葉綠素a以及C132-OH脫鎂葉綠酸a等褐色衍生物，這些衍生物的積累可能是造成青花椒色澤劣變的主要原因。

鮮青花椒；光照；葉綠素降解；色澤

青花椒（Zanthoxylum schinifolium Sieb.et Zucc）屬蕓香科（Rrutaceae）花椒屬（Zanthoxylum L.）落葉香料植物?；ń饭ぶ袚]發油的含量為0.7%～9.0%，主要為烯烴類、醇類、酮類、環氧化合物類及酯類[1]，構成了花椒特有的香氣?；ń吩谌珖蟛糠值貐^均有種植，其種植面積和產量均較大[2]。

青花椒果實成熟采收時是綠色的，其色澤是衡量青花椒品質最重要的指標之一，但鮮青花椒采后在干燥過程中要很好的保持青花椒所特有的青綠色是很困難的。青花椒果皮中存在的葉綠素是青花椒果皮呈綠色的主要原因，而葉綠素卻易發生降解。葉綠素的降解是內因和外部環境因素共 同作用的結果，內因主要包括體內相關酶，以及外部環境因素主要包括光、溫度、氧、濕度等因素，分為葉綠素酶降解和光降解兩條途徑。國內外對于果蔬采后葉綠素酶降解方面[3-5]的研究已較深入，而在光降解方面的研究卻較少。光降解途徑，又稱氧化漂白途徑或光漂白途徑[6]，光對葉綠素的漂白作用普遍存在于高等植物體內。研究表明紫外線對離體葉綠素的破壞作用最大，其次是可見光中的藍光、紅光、紅外線的破壞作用較小[7]。對于葉綠素光降解的研究主要集中在自由基和活性氧上，認為過量的光能使葉綠素成為三線態，通過電子傳遞，產生單線態氧、超氧自由基等活性氧破壞DNA、蛋白質及膜脂等的分子結構，引起葉綠素分子的降解[8-10]。但目前，光照對于鮮青花椒干燥過程中葉綠素降解的影響，國內外都還沒有相關的研究報道。因此，本實驗擬開展光照對鮮青花椒干燥過程中色澤和葉綠素降解影響的研究，對于提高干青花椒的品質和闡明葉綠素光降解途徑具有較重要的作用。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

九葉鮮青花椒，產自重慶北碚區靜觀鎮素心村，于7月上旬采摘。

N,N-二甲基甲酰胺、正己烷、乙醚、四丁基溴化銨、醋酸銨等（均為分析純）、丙酮、甲醇（均為色譜純） 成都科龍化工試劑廠；葉綠素標準品 美國Sigma公司。

1.2 儀器與設備

自制單色光照箱（內置單色濾光片黃A012J、藍A0823） 意大利ODL公司；測光計 深圳華盛昌機械實業有限公司；Ultrascan PRO測色儀 美國Hunter Lab公司；分析型液相色譜儀 日本島津公司；FSH-Ⅱ型勻漿機 江蘇金壇市環宇科學儀器廠。

1.3 方法

1.3.1 實驗設計

實驗設計了黃光、藍光、紫外光和日光分別照射青花椒至干燥，同等條件下暗處理至干燥作為對照。在光照箱內（圖1）選用150 W的溴鎢燈作為光源，采用單色光濾光片過濾得不同波長的單色光；將鮮青花椒樣品（每份樣品鮮質量5.0 g）置于單色光濾光片下方，調整距離，使得黃色光和藍色光照射鮮青花椒的光照強度為4 000 lx。紫外光的獲得采用20 W紫外燈，強度是2 500 lx。環境相對濕度60%，溫度40 ℃左右。每3 h取樣5.0 g，各3份，連續15 h取樣，直至干燥。日光照射條件下，每2 h取樣5.0 g，各3份，連續10 h取樣至干燥，光照強度、溫度和相對濕度每2 h測定1次并記錄如表1所示。

圖1 光照箱示意圖Fig.1 Schematic diagram of illumination box

表1 日光照射的環境條件記錄Table 1 Records of environmental conditions with sunlight

1.3.2 青花椒樣品色差值的測定[11]

采用Ultroscan PRO測色儀進行測定。選用RSIN-包括鏡面反射模式，觀察面積4.826 mm，濾光片位置：微量的。實驗指標為國際CIE Lab色度空間中的L*、a*、b*值。每個樣品中選取20顆青花椒樣品進行測量，每顆測一次。

1.3.3 水分含量的測定[12]

參考GB 5009.3—2010《食品安全國家標準 食品中水分的測定》方法。

1.3.4 葉綠素及其衍生物含量的測定

1.3.4.1 標準曲線的繪制[13-14]

色譜條件：色譜柱，GL Sciences column（ODSSP，4.6 mm×250 mm，5 ?m）；檢測器：SPDM20A型二極管陣列（photo-diode array，PDA）；RF-10AXL型熒光檢測器，激發波長為440 nm，發射波長為660 nm，與PDA一同使用；洗脫液：A相為甲醇-水-離子對（8∶1∶1，V/V），其中，離子對為含有0.05 mol/L四丁基溴化銨和1.0 mol/L醋酸銨的水溶液；B相為甲醇-丙酮（1∶1，V/V）；洗脫程序：0～35 min，B相由0%線性增加到100%，35～50 min，100% B，50～60 min，100% A；洗脫液流速：0～30 min，1 mL/min，30～50 min，0.6 mL/min，50～60 min，1 mL/min；柱溫35 ℃，進樣量10 ?L。

通過實驗，葉綠素a的標準曲線方程為Y=0.140 27＋2.590 28×10-5X（R2=0.999 7）；葉綠素b：Y=0.012 27＋6.698 9×10-5X（R2=0.999 4）；脫植基葉綠素a、焦脫植基葉綠素a：Y=－0.052 85＋1.715 06×10-5X（R2=0.998 5）；脫植基葉綠素b：Y=0.067 91＋3.764 64× 10-5X（R2=0.998 1）；脫鎂葉綠酸a、焦脫鎂葉綠酸a、C132-OH-脫鎂葉綠酸a：Y=6.280 37×10-16＋1.249 24×10-5X（R2=0.997 9）；脫鎂葉綠素a、焦脫鎂葉綠素a：Y= 0.11＋2.39×10-5X（R2=0.9964）；式中：Y為葉綠素濃度/（mol/L），X為峰面積。

1.3.4.2 青花椒樣品葉綠素類的提取[15]

青花椒樣品5.0 g，加入用MgCO3飽和過的N,N-二甲基甲酰胺（N,N-dimethyl-formamide，DMF）40 mL，勻漿后抽濾。置濾液于分液漏斗中，加入50 mL正己烷洗滌3次后，在DMF相中加入其2倍體積的預冷（0 ℃）的飽和食鹽水，再加入40 mL乙醚-正己烷（1∶1，V/V）的提取葉綠素。提取液用30 mL蒸餾水洗滌3次，然后加入3 g無水硫酸鈉干燥5 min。然后在低于30 ℃條件下蒸干有機溶劑，溶殘余物于丙酮中并定容至5 mL，即得葉綠素類待測樣品。

1.3.4.3 葉綠素含量測定

采用液相色譜法定量分析，方法同1.3.4.1節。計算公式如下。

式中：Y為標準曲線查得的溶液中葉綠素或其衍生物的濃度/（mol/L）；V為樣品提取液體積/mL；M為葉綠素或其衍生物的分子質量/（g/mol）；m表示樣品質量/g。

1.4 數據處理

實驗均重復3次（顏色指標重復20次），實驗數據處理和分析在Excel（2003）和Origin 8.0軟件中進行處理與分析。

2 結果與分析

2.1 青花椒干燥過程中水分含量隨時間的變化

圖2 青花椒在避光（暗光）、單色光以及復合光（日光）干燥條件下其水分含量隨時間的變化Fig.2 Change in water content of green prickleyash during drying in darkness, monochromatic light and sunshine

由圖2可知，新鮮青花椒和干青花椒的水分含量（濕基含水量）分別為59.6%和6.05%。

2.2 青花椒干燥過程中顏色變化

圖3 青花椒干燥過程中L*值的變化Fig.3 Change in L* value of green prickleyash during drying

由圖3可知，鮮青花椒在干燥過程中，其L*值呈下降趨勢，表明其色澤越來越暗。其中，紫外光照射下L*值下降最為明顯（從57.61降至30.69），其次為黃色光（從57.61降至33.83）。日光照射干燥模式中，L*值從57.61僅降至42.49，與遮光（暗）干燥青花椒差別不大（L*值從57.61降至41.85）。由此可知，紫外波段和黃光波段的光對干燥過程中青花椒的亮度影響較大。

圖4 青花椒干燥過程中a*值的變化Fig.4 Change in a* value of green prickleyash during drying

由圖4可知，在鮮青花椒的光照干燥過程中，其a*值均呈增加趨勢，表明青花椒的綠色漸漸褪去。紫外光照射對青花椒色澤影響最大，干燥完成后，其a*值從－8.35增大至1.96，此時青花椒已無明顯綠色。其次是復合光，使a*值從－8.35增大至－0.87，青花椒顏色依然為綠色。黃光照射干燥的青花椒顏色最綠。

圖5 青花椒干燥過程中b*值的變化Fig.5 Change in b* value of green prickleyash during drying

由圖5可知，在青花椒的干燥過程中，b*值逐漸減小，表明青花椒的顏色逐漸由藍色向黃色過渡。紫外光照射干燥完成后，其b*值從34.17減小至15.4。遮光干燥完成后，其b*值從34.17減小至23.18。

2.3 青花椒干燥過程中葉綠素及其衍生物的變化

2.3.1 青花椒干燥過程中葉綠素的變化

圖6 青花椒干燥過程中葉綠素a含量的變化Fig.6 Change in chlorophyll a content of green prickleyash during drying

由圖6可知，紫外光干燥模式使鮮青花椒葉綠素a降解得最多，其含量從134.65 ?g/g降至55.04 ?g/g。其次日光干燥模式中，其含量從134.65 ?g/g降至78.62 ?g/g。遮光干燥條件下，其含量從134.65 ?g/g僅降至 116.67 ?g/g。由圖7可知，紫外光干燥模式使鮮青花椒葉綠素b降解得最多，其含量從50.18 μg/g降至22.7 ?g/g。其次黃光干燥模式中，其含量從50.18 ?g/g降至31.6 ?g/g。遮光干燥條件下，其含量從50.18 ?g/g僅降至41.64 ?g/g。

圖7 青花椒干燥過程中葉綠素b含量的變化Fig.7 Change in chlorophyll b content of green prickleyash during drying

由圖6、7可知，遮光以及不同光照條件都會引起青花椒干燥過程中葉綠素a、b的降解。黃光波段的光更易使青花椒體內葉綠素b降解，而日光（復合光）更易作用于青花椒體內的葉綠素a。但是由于青花椒體內葉綠素a的含量是葉綠素b的2倍以上，所以對于葉綠素a和葉綠素b總量降解作用大小依次為紫外光、復合光、藍光和黃光。

圖8 青花椒干燥過程中葉綠素含量的變化Fig.8 Change in chlorophyll content of green prickleyash during drying

圖8 顯示了不同干燥條件下青花椒在干燥過程中體內葉綠素a和葉綠素b降解的情況。在遮光干燥條件下，青花椒體內的葉綠素a和葉綠素b總量降解得最少，從184.83 ?g/g降至158.31 ?g/g，紫外光照射干燥條件下，青花椒體內的葉綠素a和葉綠素b總量降解得最多，從184.83 ?g/g降至77.74 ?g/g。

2.3.2 青花椒干燥過程中葉綠素衍生物的變化

脫植基葉綠素a和脫植基葉綠素b是葉綠素脫去植基后的產物[16]，顏色分別為藍綠色和黃綠色，其在青花椒干燥過程中的含量變化分別如圖9、10所示。在所有的干燥條件下，脫植基葉綠素a和脫植基葉綠素b的含量均在不斷減小，除了避光干燥條件下脫植基葉綠素b含量有1.27 ?g/g，其他條件下均只有微量殘留或無法檢測出。另外，在光照（包括單色光和復合光）條件下與避光條件下，脫植基葉綠素a和脫植基葉綠素b含量的減少趨勢以及減少量差異不大，表明光照對于脫植基葉綠素a和脫植基葉綠素b的代謝沒有顯著影響。

圖9 青花椒干燥過程中脫植基葉綠素a含量的變化Fig.9 Change in chlorophyllide a of green prickleyash during drying

圖10 青花椒干燥過程中脫植基葉綠素b含量的變化Fig.10 Change in chlorophyllide b of green prickleyash during drying

圖11 青花椒干燥過程中脫鎂葉綠酸a含量的變化Fig.11 Change in pheophorbide a of green prickleyash during drying

由圖11可知，脫鎂葉綠酸a是脫植基葉綠素a脫去鎂之后的產物。在避光干燥過程中，脫鎂葉綠酸a含量從9.42 ?g/g下降到1.66 ?g/g。在光照干燥過程中，藍光和黃光光照引起脫鎂葉綠酸a含量的下降趨勢減緩，而紫外光和日光光照引起脫鎂葉綠酸a含量的增大，尤其是紫外光，使青花椒體內脫鎂葉綠酸a含量從9.42 ?g/g增加到12.21 ?g/g。由此可知，光照會引起青花椒體內脫鎂葉綠酸a不同程度的代謝障礙，使其產生一定的積累。由于脫鎂葉綠酸a呈黃褐色，脫鎂葉綠酸a的積累會影響青花椒的色澤。

圖12 青花椒干燥過程中脫鎂葉綠素a含量的變化Fig.12 Change in pheophytin a content of green prickleyash during drying

由圖12可知，在不同的干燥模式中，其變化大體上都呈現先減后增的趨勢。避光干燥模式中，在干燥后的青花椒體內脫鎂葉綠素a的含量與鮮青花椒的含量幾乎沒有變化。而在光照干燥模式中，脫鎂葉綠素a的含量均有不同程度的增大，其中，紫外光干燥過程中，脫鎂葉綠素a的含量從5.84 ?g/g增加到7.3 ?g/g。由于脫鎂葉綠素a也呈現黃褐色，也會對青花椒的顏色產生一定的影響。脫鎂葉綠素a廣泛的存在于植物細胞的各個生長階段。

圖13 青花椒干燥過程中焦脫植基葉綠素a含量的變化Fig.13 Change in pyrochlorophyllide a content of green prickleyash during drying process

由圖13可知，脫植基葉綠素a脫去甲酯基就形成焦脫植基葉綠素a。在鮮青花椒體內未檢測出焦脫植基葉綠素a，避光干燥以及黃光和藍光干燥條件下也未檢出。且在復合光及紫外光干燥過程中，焦脫植基葉綠素a的產生也只是少量的，含量均不到3 ?g/g。由于不含紫外線的單色光照射并未使青花椒體內產生焦脫植基葉綠素a，所以其產生與紫外線有關，并與可能日光中的環境溫度高有關，致使日光干燥的青花椒體內積累的焦脫植基葉綠素a最多[17]。

由圖14可知，脫鎂葉綠酸a脫去甲酯基即形成焦脫鎂葉綠酸a。在鮮青花椒體內，焦脫鎂葉綠 酸a的含量不到1 ?g/g，遮光干燥過程中，其含量變化不大。而在紫外光干燥模式中，其含量增加到7.46 ?g/g。而其他光照條件也能使焦脫鎂葉綠酸a的含量有不同條件的增加。

圖14 青花椒干燥過程中焦脫鎂葉綠酸a含量的變化Fig.14 Change in pyropheophorbide a content of green prickleyash during drying

圖15 青花椒干燥過程中焦脫鎂葉綠素a含量的變化Fig.15 Change in pyropheophytin a content of green prickleyash during drying

由圖15可知，脫鎂葉綠素a脫去甲酯基即形成焦脫鎂葉綠素a。在鮮青花椒體內未檢測出焦脫鎂葉綠素a，避光干燥條件以及黃光和藍光干燥下也未檢出。在紫外光和日光干燥條件下，會產生少量的焦脫鎂葉綠素a。

圖16 青花椒干燥過程中C13 -OH-脫鎂葉綠酸a含量的變化Fig.16 Change in C132-OH-pheophytin a content of green prickleyash during drying

由圖16可知，脫鎂葉綠酸a 13號2位碳原子上的－H被氧化為－OH，即生成C132-OH脫鎂葉綠酸a。在鮮青花椒體內未檢測出C132-OH脫鎂葉綠酸a，避光干燥條件以及黃光和藍光干燥下也未檢出。在紫外光和日光干燥條件下，會產生少量的C132-OH脫鎂葉綠酸a。

由以上分析可知，在光照干燥模式中，脫植基葉綠素a和脫植基葉綠素b的代謝幾乎未受到影響，而脫鎂葉綠酸a出現了一定的積累現象，說明光照會使脫鎂葉綠酸a的代謝出現異常，可能是生成量增多或是后續反應受到抑制，特別是在紫外光干燥和復合光干燥過程中，脫鎂葉綠酸a的含量有少量的增加。同時，在光照干燥中，青花椒體內焦脫鎂葉綠酸a的含量也有不同程度的增加，而在避光干燥過程中，焦脫鎂葉綠酸a的含量變化不大，說明在光照影響下，部分脫鎂葉綠酸a轉化為焦脫鎂葉綠酸a。另外，在日光和紫外光干燥條件下，產生了少量焦脫植基葉綠素a、焦脫鎂葉綠素a以及C132-OH脫鎂葉綠酸a等一些褐色葉綠素衍生物。這與紫外光干燥條件下，青花椒果皮顏色轉為褐色的現象相符。其次是在日光干燥中，褐色葉綠素衍生物也有一些積累，可能是由于其中有較強的紫外光，也可能同時受該條件下干燥環境溫度較高以及光照強度大的影響。

3 結 論

在青花椒干燥過程中，其體內的葉綠素逐漸降解，紫外光干燥模式下變化最大，在干燥結束后，其色澤從綠色變為褐色，葉綠素a和葉綠素b總共降解了57.94%，而避光干燥中僅降解了14.35%。其他干燥模式中，干燥后的青花椒色澤仍為綠色，復合光（日光）干燥條件下，葉綠素a和葉綠素b總共降解了37.86%，藍光干燥中降解了29.43%，黃光干燥中降解了25.56%。表明紫外光在青花椒干燥過程中對于其葉綠素降解起著重要作用。

另外，在光照干燥模式中，青花椒體內一些葉綠素的衍生物的代謝也受到了不同程度的影響。其中，脫植基葉綠素a和脫植基葉綠素b的代謝幾乎未受到影響，而脫鎂葉綠酸a出現了一定的積累現象，焦脫鎂葉綠酸a的含量也有不同程度的增加。另外，在日光和紫外光干燥條件下，產生了少量焦脫植基葉綠素a、焦脫鎂葉綠素a以及C132-OH脫鎂葉綠酸a等一些褐色葉綠素衍生物。

[1] 王宇, 巨勇, 王釗. 花椒屬植物中生物活性成分研究近況[J]. 中草藥, 2002, 33(7): 666-670.

[2] 畢君, 趙京獻, 王春榮, 等. 國內外花椒研究概況[J]. 經濟林研究, 2002, 20(1): 46-48.

[3] H?RTENSTEINER S, KR?UTLER B. Chlorophyll breakdown in higher plants[J]. Biochimica et Biophysica Acta, 2011, 1807: 977-988.

[4] BARRY C S. The stay-green revolution: recent progress in deciphering the mechanisms of chlorophyll degradation in higher plants[J]. Plant Science, 2009, 176: 325-333.

[5] ROCA M, JAMES C, PRU? INSK? A, et al. Analysis of the chlorophyll catabolism pathway in leaves of an introgression senescence mutant of Lolium temulentum[J]. Phytochemistry, 2004, 65: 1231-1238.

[6] NI Xinzhi, QUISENBERRY S S, MARKWELL J, et al. in vitro enzymatic chlorophyll catabolism in wheat elicited by cereal aphid feeding[J]. Entomologia Experimentalis et Applicata, 2001, 101: 159-166.

[7] 黃持都, 陳計巒, 胡小松, 等. 光對采后果蔬葉綠素降解動力學研究[J]. 農業工程學報, 2008, 24(10): 233-238.

[8] RONTANI J F. Visibile light-dependent degradation of lipidic phytoplandtonic components during senescence: a review[J]. Phytochemistry, 2001, 58(2): 187-202.

[9] WADE N L. Membrane lipid composition and tissue leakage of preand early-climacteric banana fruit[J]. Postharvest Biology Technology, 1995, 5: 139-147.

[10] RONTANI J F, CUNY P, GROSSI V. Identification of a “pool” of lipid Phytoproducts in senescent phytoplandtonic cells[J]. Organic Geochemistry, 1998, 29: 1215-1225.

[11] CHEN Kewei, ZHANG Fusheng, KAN Jianquan. Characterization of chlorophyll breakdown in green prickleyashes (Zanthoxylum schinifolium Sieb.et Zucc) during slow drying[J]. European Food Research and Technology, 2012, 234: 1023-1031.

[12] GB 5009.3—2010 食品安全國家標準 食品中水分的測定[S].

[13] ARKUS K A J, CAHOON E B, JEZ J M. Mechanistic analysis of wheat chlorophyllase[J]. Archives of Biochemistry and Biophysics, 2005, 438: 146-155.

[14] FRASER M S, FRANKL G. Detection of chlorophyll derivatives in soybean oil by HPLC[J]. Journal of the American Oil Chemists’Society (JAOCS), 1985, 62: 113-121.

[15] ROCA M, GANDUL-ROJAS B, MINGUEZ-MOSQUERA M I. Varietal differences in catabolic intermediates of chlorophylls in Olea europaea (L.) fruit cvs. Arbequina and Blanqueta[J]. Postharvest Biology and Technology, 2007, 44: 150-156.

[16] SUZUKI T, KUNIEDA T, MURAI F, et al. Mg-dechelation activity in radish cotyledons with artificial and native substrates, Mg-chlorophyllin a and chlorophyllide a[J]. Plant Physiology Biochemistry, 2005, 43: 459-464.

[17] HORNERO-MéNDEZ D, GANDUL-ROJAS B, M?NGUEZMOSQUERA M I. Routine and sensitive SPE-HPLC method for quantitative determination of pheophytin a and pyropheophytin a in olive oils[J]. Food Research International, 2005, 38: 1067-1072.

Chlorophyll Breakdown in Green Prickleyash with Illumination during Drying

WANG Yang, KAN Jian-quan*
(Chongqing Key Laboratory of Produce Processing and Storage, College of Food Science, Southwest University, Chongqing 400715, China)

The effect of light on chlorophyll breakdown in green prickleyash during drying was investigated by examining changes in peel color and the contents of chlorophylls and their derivatives. The results showed the green color of the peel faded and chlorophylls underwent degradation. The peel color changed from brilliant green to brown and the content of chlorophylls decreased by 57.94% after UV illumination. The metabolism of some derivatives such as pheophorbide a, pheophytin a and pyropheophorbide a was disordered because of the illumination. In addition, the contents of pyropheophytin a, pyrochlorophyllide a and C132-OH-pheophytin a increased slightly, and the browning might contribute to the deterioration of peel color.

green prickleyashes; illumination; chlorophyll; color

TS202.1

A

1002-6630（2014）03-0010-06

10.7506/spkx1002-6630-201403003

2012-11-19

國家自然科學基金面上項目（31071599）

汪洋（1987—），女，碩士研究生，研究方向為食品化學與營養學。E-mail：beast2009@163.com

*通信作者：闞建全（1965—），男，教授，博士，研究方向為食品化學與營養學、食品生物技術。E-mail：ganjq1965@163.com