殼寡糖對異育銀鯽生長性能、腸道組織結構和非特異性免疫功能的影響

孫 飛 何 杰 葉元土* 蔡春芳 吳 萍 吳代武 周露陽 高敏敏 郁 濃 張艷芳

(1.蘇州大學基礎醫學與生物科學學院，江蘇省水產動物營養重點實驗室，蘇州215123；2.中泰和(北京)科技發展有限公司，北京100027)

殼寡糖(chitosan oligosaccharides,COS)是首先由甲殼素(chitin)脫乙?；煞肿淤|量為幾十萬到幾百萬幾道爾頓、吸收率為1%～5%的殼聚糖(chitosan)，再經生物酶解后得到的分子質量<2 000 u、可被吸收進入體內的低聚糖，它由2～10個氨基葡萄糖通過β-1,4糖苷鍵連接而成，是天然糖中唯一大量存在的堿性氨基多糖。殼寡糖是一種具有水溶性好、生物活性高、易吸收等特點的低分子質量的寡糖類產品[1]，與殼聚糖在分子質量大小、水溶性和吸收性等方面有差異[2]。寡糖的結構、乙酰度、純度以及溶解度的不同，會產生不同的作用效果。殼寡糖以添加劑應用于水產動物飼料中已經有報道。蘇鵬等[3]報道，殼寡糖可促進紅鰭東方鲀(Takifugurubripes)的生長，提高其非特異性免疫功能；田娟等[4]研究表明，殼寡糖能改善吉富羅非魚(GIFT，Oreochromisniloticus)的腸道組織結構，調節其腸道主要菌群結構；還有研究表明，殼寡糖可以促進斑節對蝦(Penaeusmonodon)的生長，提高機體的抗氧化能力和對氧化脅迫的抗性[5]。

本試驗以異育銀鯽為試驗對象，在基礎飼料中添加不同劑量的殼寡糖，來探討其對異育銀鯽生長性能、腸道結構、非特異性免疫指標的影響，同時研究殼寡糖是否對由飼料中氧化油脂引起的副作用有緩解作用。

1 材料與方法

1.1 試驗材料

試驗所用殼寡糖由中泰和(北京)科技發展有限公司公司提供，是以水產動物甲殼多糖為原料，采用酶法降解殼聚糖與膜分離耦合技術生產的一種吸收性寡糖，殼寡糖純度為10%，載體為麥芽糊精，脫乙酰度大于90%(2位氨基寡糖)，pH為7.0～9.0，殼寡糖分子質量<2 000 u，溶于水。

1.2 試驗飼料

配制基礎飼料所用原料由江蘇省大豐市華辰水產實業有限公司提供。試驗用豆油為中糧公司生產的“福臨門”牌一級大豆油。氧化豆油制作過程：在正常豆油中添加七水合硫酸亞鐵30 mg/L、五水硫酸銅15 mg/L、30%的過氧化氫600 mg/L和0.3%的水，混合后，放在(80±2) ℃的水浴鍋中，每30 min充氧氣1 min(循環)，制作過程共14 d。

首先配制油脂原料分別為正常豆油和氧化豆油的2種基礎飼料，然后在含有正常豆油和氧化豆油的基礎飼料中分別添加0、0.02%、0.04%和0.06%的殼寡糖，共配制8種試驗飼料(CG、OO、CG-200、CG-400、CG-600、OO-200、OO-400、OO-600)，以油脂原料為正常豆油的未添加殼寡糖的飼料(CG)作為正對照組，以油脂原料為氧化豆油的未添加殼寡糖的飼料(OO)為負對照組。試驗飼料組成及營養水平見表1。各組飼料水分、粗蛋白質以及粗脂肪含量無顯著差異(P>0.05)。

飼料原料經粉碎過60目篩，先將大料(比例>4%)置于混合機混勻10 min；再將混合小料與上述混合好的大料逐級稀釋混勻，置于混合機混勻10 min；最后將豆油(或氧化豆油)和添加的水(制粒需要)按逐級稀釋混勻的辦法與上述混合物混合(混合后過40目篩，顆粒物用粉碎機粉碎)，再置于混合機混勻20 min?；旌虾玫娘暳嫌眯⌒铜h膜制粒機(溫度65 ℃)制成直徑1.5 mm，長2～3 mm的顆粒狀飼料，晾至水分在13%左右后，置于-20 ℃冰箱保存備用，使用前按需要量取出飼料自然解凍后投喂。

表1 試驗飼料組成及營養水平(風干基礎)

1)預混料為每千克飼料提供The premix provided the following per kg of diets：Cu (as copper sulfate) 5 mg，Fe (as ferrous sulfate) 180 mg，Mn (as manganese sulfate) 35 mg，Zn (as zinc sulfate) 120 mg，I (as potassium iodide) 0.65 mg，Se (as sodium selenite) 0.5 mg，Se (as cobalt selenite) 0.07 mg，Mg (as magnesium selenite) 300 mg，K (as potassium selenite) 80 mg，VA 10 mg，VB18 mg，VB28 mg，VB620 mg，VB120.1 mg，VC 250 mg，VD34 mg，VK36 mg，泛酸鈣 calcium pantothenate 20 mg，煙酸 nicotinic acid 25 mg，葉酸 folic acid 5 mg，肌醇 inositol 100 mg。

2)營養水平均為實測值。Nutrient levels were all measured values.

1.3 試驗魚與養殖管理

養殖試驗在江蘇省大豐市華辰水產實業有限公司華墾池塘網箱中進行。在面積為40 m×60 m的池塘中設置24個試驗網箱(規格為1.5 m×1.5 m×2.0 m)。為了保證池塘溶氧量均勻，池塘中間設置2臺葉輪式增氧機，同時設置1臺微孔增氧鼓風機，每2個網箱之間放置1個納米曝氣管(直徑20 mm)制成的圓形微孔增氧盤，增氧盤直徑為0.5 m，安裝在水下1.8 m的深度，投喂期間關閉增氧設備，投喂前使用微孔增氧1 h，其余時間一直使用葉輪式增氧。

試驗用異育銀鯽魚種購自江蘇省大豐市華辰水產實業有限公司，運輸前停食24 h。選取規格整齊的異育銀鯽960尾，平均體重為(7.60±0.05) g。將上述試驗魚消毒后，隨機分成8組，每組設3個重復(網箱)，共計24個網箱，每個網箱40尾魚。將試驗魚分配到試驗網箱中暫養，用相應對照組基礎飼料每天早、晚各過量投喂2次，以基礎飼料馴化適應2周后開始正式投喂。日投喂2次(06:00—8:30、17:00—19:30)，日投喂量為魚種體重的3%～5%，每10 d估算1次魚體增重，調整投喂量，正式投喂72 d。每天06:00、18:00測試、記錄水溫。每5 d測定1次水下30 cm處水質。整個試驗期間水溫22～36 ℃，溶解氧濃度>5.0 mg/L，pH 8.2～8.6，氨氮濃度<0.2 mg/L，亞硝酸鹽濃度<0.01 mg/L，硫化物濃度<0.05 mg/L。

1.4 樣品采集

正式養殖試驗結束后，停食24 h，進行采樣工作。

1.4.1 全魚采集

正式養殖試驗開始前，隨機抽取10尾異育銀鯽作為初始樣本，進行全魚常規營養成分測定。養殖試驗結束后，禁食24 h，對每個網箱的魚稱重，統計數量，計算成活率、增重率、特定生長率和飼料系數，并在每個網箱中隨機抽取2尾魚為全魚留樣，進行常規營養成分分析。

1.4.2 血清采集

用1 mL無菌注射器尾柄靜脈采血，置于2 mL Eppenddorf管中自然凝固30 min后，離心(4 ℃，3 500 r/min)15 min后，每管血液取上層血清200 μL，混勻，分裝(每管200 μL)于0.5 mL Eppenddorf管中(每個網箱至少分裝12管血清)，液氮速凍之后置于-80 ℃超低溫冰箱保存，用于分析血清非特異性免疫指標。

1.4.3 組織切片樣品采集

每個網箱隨機選取2尾魚，取長度為1 cm左右的中腸，于滅菌的0.75%生理鹽水中洗凈后，置于10%甲醛中固定，用于制作組織切片。各組試驗魚取樣的腸段位置保持一致。

1.5 樣品分析

1.5.1 常規指標分析

樣品用冷凍干燥機干燥至恒重測其水分，之后用于其他指標測定；粗蛋白質、粗脂肪含量以及酸價、過氧化值和丙二醛含量(飼料和油脂)均采用國標方法測定。

1.5.2 血清非特異性免疫指標分析

血清超氧化物歧化酶、過氧化氫酶活性以及丙二醛含量均采用南京建成生物工程研究所生產的試劑盒測定，測定步驟按照試劑盒說明書操作。

1.5.3 腸道組織切片

經過甲醛固定的腸道組織經洗滌、酒精梯度脫水、透明、透蠟、石蠟包埋后切片，切片厚5 μm，蘇木精-伊紅(HE)染色，光學顯微鏡下觀察腸道組織結構，并采用NikonCOOL-PIX4500型相機進行拍照，Smart-4500軟件進行數據量化處理，測量腸皺襞高度、腸皺襞寬度以及腸壁厚度。

1.6 數據處理與統計分析

試驗數據以平均值±標準差表示。采用SPSS 22.0軟件對試驗數據進行處理和統計學分析，組間若有顯著差異，則進行Duncan氏法多重比較，顯著性水平為P<0.05。

2 結 果

2.1 殼寡糖對異育銀鯽生長性能的影響

經72 d的池塘網箱養殖，得到各組異育銀鯽的生長性能數據，具體見表2。各組異育鯽魚在試驗期間均無死亡，成活率均為100.00%。與CG組相比，CG-200組的特定生長率升高了16.20%，差異顯著(P<0.05)；CG-400、CG-600組的特定生長率未發生顯著變化(P>0.05)；OO組的特定生長率降低了8.10%，差異顯著(P<0.05)。與OO組相比，OO-200、OO-400、OO-600組的特定生長率分別升高了5.36%、5.75%、4.21%，但差異均不顯著(P>0.05)。此外，OO-200、OO-400、OO-600組的特定生長率與CG組相比無顯著差異(P>0.05)。CG-200組的增重率顯著高于其他各組(P<0.05)，其他各組間差異不顯著(P>0.05)。

對于飼料系數，CG-200組與CG組相比降低了6.33%，但差異不顯著(P>0.05)；CG-400、CG-600、OO組較CG組分別升高了28.58%、80.38%、17.72%，差異顯著(P<0.05)；OO-200、OO-400、OO-600組較OO組分別降低了6.45%、2.15%、9.14%，但差異均不顯著(P>0.05)。

2.2 殼寡糖對異育銀鯽體成分的影響

由表3可知，殼寡糖添加量以及豆油是否氧化對全魚水分、粗蛋白質以及粗脂肪含量均無顯著影響(P>0.05)。

2.3 殼寡糖對異育銀鯽腸道組織結構的影響

將各組試驗魚中腸同一位置的腸段做成組織切片，并通過顯微鏡進行觀察，結果見圖1。與CG組相比，OO組腸皺襞高度減小，寬度增大，腸壁變??；CG-200組腸道絨毛排列整齊，腸皺襞高度高，寬度??；OO-400組較OO組腸皺襞高度變高,寬度減小，腸壁厚度增厚，達到CG組水平。

表2 殼寡糖對異育銀鯽生長性能的影響

增重率=100×(Wt-W0)/W0；特定生長率=100×(lnWt-lnW0)/t；飼料系數=Wf/(Wt-W0)。式中：Wt、W0分別表示終末均重、初始均重；Wf表示投喂飼料的總量。

同行數據肩標不同字母表示差異顯著(P<0.05)。下表同。

Weight gain rate=100×(Wt-W0)/W0; specific growth rate=100×(lnWt-lnW0)/t; feed conversion ratio=Wf/(Wt-W0). In the formula,WtandW0represented the final average body weight and the initial average body weight, respectively, andWfrepresented the total weight of the diet.

Values in the same row with different letter superscripts indicated significantly different (P<0.05). The same as below.

表3 殼寡糖對異育銀鯽體成分的影響

對顯微鏡所采集的圖片進行測量，經過Smart-4500軟件進行數據量化處理，得到各組異育銀鯽腸皺襞高度、腸皺襞寬度、腸壁厚度的數據化結果，分別見圖2、圖3和圖4。

由圖2可知，與CG組相比，CG-200組的腸皺襞高度增高了86.84%，差異顯著(P<0.05)；CG-400、CG-600、OO組的腸皺襞高度均降低，其中CG-600、OO組分別降低了15.08%、17.81%，差異顯著(P<0.05)。與OO組相比，OO-200、OO-400、OO-600組的腸皺襞高度分別增高了9.98%、18.89%、4.48%，其中OO-400組與OO組的差異達到顯著水平(P<0.05)。此外，OO-200、OO-400組的腸皺襞高度與CG組相比無顯著差異(P>0.05)。由圖3可知，對于腸皺襞寬度，與CG組相比，CG-200、CG-400組均減小，但差異均不顯著(P>0.05)，但CG-600、OO組分別增大了47.38%、70.37%，差異顯著(P<0.05)；與OO組相比，OO-200、OO-400、OO-600組分別降低了36.65%、42.99%、33.72%，差異顯著(P<0.05)；此外，OO-200、OO-400、OO-600組與CG組相比無顯著差異(P>0.05)。由圖4可知，各組腸壁厚度的變化趨勢與腸皺襞高度的變化趨勢基本一致。

1～8分別表示CG、OO、CG-200、CG-400、CG-600、OO-200、OO-400和OO-600組異育銀鯽的腸道組織切片。T代表腸壁厚度，H代表腸皺襞高度，W代表腸皺襞寬度。

1 to 8 represented the intestinal sections of crucian carp (Carassiusauratusgibelio) of CG, OO, CG-200, CG-400, CG-600, OO-200, OO-400 and OO-600 groups, respectively. T represented the thickness of intestinal wall, H represented the height of intestinal fold, and W represented the width of intestinal fold.

圖1異育銀鯽腸道組織切片

Fig.1 Intestinal tissue sections of crucian carp (Carassiusauratusgibelio)

數據柱標注不同字母表示差異顯著(P<0.05)。下圖同。

Date columns with different letters indicated significantly different (P<0.05). The same as below.

圖2殼寡糖對異育銀鯽腸皺襞高度的影響

Fig.2 Effects of COS on intestinal fold height of crucian carp (Carassiusauratusgibelio) (n=6)

2.4 殼寡糖對異育銀鯽血清非特異性免疫指標的影響

由圖5可知，與CG組相比，CG-200、CG-400、CG-600組血清超氧化物歧化酶活性均有所上升，但差異均未達顯著水平(P>0.05)，其中CG-200組上升最高，上升了6.59%；OO組則下降了27.35%，差異顯著(P<0.05)。與OO組相比，OO-200、OO-400、OO-600組血清超氧化物歧化酶活性分別上升了26.25%、40.90%、18.15%，差異顯著(P<0.05)，其中OO-400組與CG組之間無顯著差異(P>0.05)。對于血清丙二醛含量，與CG組相比，CG-200、CG-600組下降，CG-400組上升，但差異均不顯著(P>0.05)，但OO組上升了25.72%，差異顯著(P<0.05)。與OO組相比，OO-200、OO-400、OO-600組血清丙二醛含量分別下降了12.98%、16.20%、27.53%，但差異均不顯著(P>0.05)，且OO-200、OO-400、OO-600組血清丙二醛含量與CG組相比無顯著差異(P>0.05)。血清過氧化氫酶活性各組之間均無顯著差異(P>0.05)。

圖3 殼寡糖對異育銀鯽腸皺襞寬度的影響

圖4 殼寡糖對異育銀鯽腸壁厚度的影響

圖5 殼寡糖對異育銀鯽血清非特異性免疫指標的影響

3 討 論

本試驗條件下，以CG組為對照，在含4%豆油的飼料(常規飼料)中添加0.02%殼寡糖使異育銀鯽的特定生長率升高了16.20%，并且飼料系數降低了6.33%；但飼料中添加0.04%、0.06%殼寡糖時異育銀鯽的特定生長率未產生顯著變化；氧化豆油替代豆油使異育銀鯽的特定生長率下降了8.10%，飼料系數增加了17.72%。以OO組為對照，在含4%氧化豆油的飼料中添加0.04%殼寡糖可以使異育銀鯽的特定生長率升高了5.75%，飼料系數下降了2.15%，使異育銀鯽生長速度和飼料系數恢復到飼喂常規飼料異育銀鯽的水平。

殼寡糖的生物活性取決于自身的物理化學性質，如脫乙酰度、電荷分布以及化學修飾[15]。殼寡糖主要通過以下途徑對動物生長性能產生影響：1)促進礦物元素的吸收。殼寡糖分子上含有氨基(—NH2)和羥基(—OH)等活性基團，很容易與礦物元素結合后在小腸被吸收[16]。2)改善腸道結構。研究表明，飼料中添加適量殼寡糖后，腸道絨毛變高、變細，同時可以增加絨毛密度，使絨毛與食物接觸面積更大，促進腸道對食物的消化與吸收[17]。

對腸道黏膜組織結構的改善是殼寡糖的一個重要的作用位點。魚類的腸道是消化與吸收營養物質的主要場所，也是魚類最大的黏膜免疫器官，腸道形態結構的正常是營養物質吸收和腸道免疫正常的基礎[18]。本試驗發現：在常規飼料中殼寡糖添加量為0.02%時，異育銀鯽腸道絨毛排列整齊均勻，與CG組相比，其腸皺襞高度增加了86.84%，腸壁厚度增加了20.45%，腸皺襞寬度減少了12.18%，腸道結構改善效果最好；氧化豆油使異育銀鯽腸道結構遭到損害，腸皺襞高度減少了17.81%，腸皺襞寬度增大了70.37%，腸壁厚度減少了30.33%；在氧化豆油飼料中添加0.04%殼寡糖時，與OO組相比，其腸皺襞高度增加了18.89%，腸皺襞寬度減少了2.98%，腸壁厚度增加了38.35%，有效地改善了飼料中氧化油脂帶來的負作用，使魚體腸道結構達到飼喂常規飼料水平。這表明，飼料中添加適量殼寡糖可以有效地改善腸道結構，增大絨毛與食物的接觸面積，促進對營養物質的吸收。Dimitroglou等[19]在飼料中添加適量的甘露寡糖使金頭鯛(Sparusaurata)腸道皺襞高度、密度都有一定增加；Pryor等[20]在飼料中添加適量甘露寡糖同樣使墨西哥灣鱘的腸道皺襞高度、密度增加，這與本研究結果相似。

殼寡糖對腸道結構的改善主要可能是在于殼寡糖能抑制病原菌在腸道黏膜上的定植，改善腸道菌群結構，促進腸道上皮細胞增殖，有利于動物消化道形態結構正常發育，其作用途徑有2個：1)殼寡糖具有高親和力的配體，能提供與細菌外源凝集素特異性吻合的結合位點，從而阻斷病原菌與腸黏膜上皮細胞結合[21]；2)殼寡糖能促進有益菌的增殖，使其能更廣泛地附著在腸壁表面，從而減少有害菌與腸壁的接觸[22]。也有研究表明，殼寡糖對腸道內環境改善的同時，也有利于魚體對營養物質的消化吸收。殼寡糖本身可以作為促生長因子被有益菌所利用，并能產生B族維生素，促進腸道蠕動，提高魚體對營養物質的吸收[23]。本研究還發現，飼料中添加殼寡糖后，異育銀鯽腸壁厚度增加，這與劉愛軍君[22]的觀點不一致，劉愛君等[22]研究發現飼料中添加殼寡糖后奧尼羅非魚(Oreochromisniloticus×O.aureus)腸壁厚度減少，這可能與養殖動物的種類、地區、時間以及水體等不同有關，需要進一步的研究。

殼寡糖作為一類水溶性的、容易吸收的2-氨基寡糖，可能被魚體吸收并在抗氧化損傷、維護免疫防御系統結構與功能完整等方面發揮生理作用，提升魚體的免疫防御能力。魚類是較低等的脊椎動物，非特異性免疫是魚類主要的免疫系統。血清中超氧化物歧化酶、過氧化氫酶活性以及丙二醛含量是衡量魚類非特異性免疫的重要指標。超氧化物歧化酶是生物體內重要的抗氧化酶，其主要功能是清除自由基；過氧化氫酶是機體生物防御體系的關鍵酶之一，其主要功能是清除體內的過氧化氫，使機體免受過氧化氫的毒害；丙二醛是生物體內脂質過氧化反應的氧化終產物，脂質過氧化會引起細胞損傷，因此血液中丙二醛的含量可以間接地反映機體內細胞的損傷程度。本試驗結果表明，在常規飼料中添加0.02%殼寡糖后，以CG組為對照，血清超氧化物歧化酶活性上升了6.59%，丙二醛含量下降了16.94%；氧化豆油使血清超氧化物歧化酶活性下降了27.35%，丙二醛含量上升了25.72%；以OO組為對照，在含氧化豆油的飼料中添加0.04%殼寡糖后，血清超氧化物歧化酶活性上升了40.90%，丙二醛含量下降了16.20%，異育銀鯽血清超氧化物歧化酶活性、丙二醛含量達到了飼喂常規飼料異育銀鯽的水平。殼寡糖提升魚類的非特異性免疫能力可能從以下方面來實現：1)殼寡糖具有清除羥自由基(·OH)的能力，從而提升魚體的抗氧化能力，保護免疫器官，進而增強免疫功能[23]。2)殼寡糖可促進有益菌如雙歧桿菌等的大量增殖，而雙歧桿菌可以提高機體的抗體水平，激活巨噬細胞的吞噬活性，從而增強機體的免疫功能[24]。

在異育銀鯽常規飼料中添加殼寡糖并非添加量越大效果越好，CG-400和CG-600組特定生長率相對于CG-200組顯著降低，可能的原因有：1)飼料中添加的殼寡糖在魚體腸道內不被消化，直接被腸道上皮細胞吸收，進入血液循環，與體內各種基團結合發揮其多種功能。隨著殼寡糖添加量的增加，魚體本身不能通過調節作用減少對殼寡糖的吸收，雖然增加量不多，但可能殼寡糖會在血液循環中與其他基團結合過度，導致內穩態失衡。2)飼料添加適量殼寡糖會增加魚體的免疫能力，但隨著殼寡糖添加量的增加，可能會使魚體產生免疫抑制，影響魚體免疫系統。

飼料中的氧化油脂對異育銀鯽的生長有負面影響，飼料中補充殼寡糖可以一定程度地修復這類負面影響。飼料中油脂氧化后產生的氧化油脂會對水產動物的生長性能以及腸道健康等造成損害，主要原因有以下幾點：1)氧化油脂會導致飼料適口性下降，降低攝食量[25]；2)氧化油脂所含有的初級和次級氧化產物，如過氧化物、丙二醛等，會打破機體自由基代謝平衡，使自由基異常增加，破壞抗氧化酶活性，導致魚類產生氧化應激損傷[26]；3)氧化油脂會導致虹鱒(Oncorhynchusmykiss)胃腸無食物，出現積水[27]，草魚(Ctenopharyngodonidella)攝食含氧化油脂的飼料后腸道緊密連接結構打開，腸道通透性變大[28]。殼寡糖豐富的生物活性如抗氧化作用等可能是其促進異育銀鯽生長同時緩解由氧化豆油引起的負面影響的主要原因。本試驗所用殼寡糖分子質量<2 000 u，脫乙酰度>90%。Feng等[29]比較了不同分子質量的水溶性殼寡糖的抗氧化能力，結果顯示分子質量越小其抗氧化能力越強，這可能是受分子間氫鍵的影響。高分子質量的殼聚糖結構緊湊，分子內氫鍵強，殼聚糖的抗氧化能力受其影響較大。低分子質量的殼聚糖結構較松散，分子內氫鍵弱，殼聚糖的抗氧化能力受其影響較小。此外，低分子質量的殼聚糖比高分子質量的殼聚糖擁有更多的自由羥基和氨基，其清除超氧陰離子自由基的能力明顯高于高分子質量的殼聚糖。Je等[30]研究了不同脫乙酰度的殼寡糖清除自由基的能力，發現殼寡糖清除自由基的能力強弱取決于殼寡糖的脫乙酰度程度，結果顯示脫乙酰程度最大的殼寡糖有最好的清除自由基的能力，這可能是由于殼寡糖能夠提供正電子與自由基反應，將自由基轉變成了更穩定的產物，從而終止自由基鏈式反應。以上研究結果表明本試驗所用殼寡糖具有較強的抗氧化性，殼寡糖可通過提升異育銀鯽的抗氧化能力，在一定程度上改善由氧化豆油帶來的魚體損傷。

4 結 論

① 在含4%豆油的常規飼料中添加0.02%的殼寡糖可以促進異育銀鯽生長，并維護魚體健康。

② 氧化豆油會對異育鯽魚的生長和健康造成負面影響，在該飼料中添加0.04%的殼寡糖可改善由氧化豆油引起的負面影響，使異育銀鯽的健康程度達到飼喂常規飼料異育銀鯽的水平。