二氫楊梅素及其?；苌飳Ω渭毎趸瘬p傷的保護作用

杜寶雙 陳尚衛 李 玥 朱 松

(1. 江南大學食品科學與技術國家重點實驗室，江蘇 無錫 214122；2. 江南大學食品學院，江蘇 無錫 214122)

大部分的肝損傷疾病如肝硬化、肝纖維化等，都伴隨著由細胞氧化應激以及脂質過氧化[1]引起的肝細胞氧化損傷。

二氫楊梅素(DHM)是一種苷元類類黃酮化合物，主要來源于藥食同源植物顯齒蛇葡萄[2]，具有抗菌、抗氧化、抗炎、護肝、調節糖代謝等生物功能[3-4]。有研究發現二氫楊梅素可以通過調節抗氧化指標和抗炎因子抑制氧化應激從而減輕小鼠肝臟氧化損傷[5]，且在油酸誘導的L02細胞和HepG2細胞肝脂肪變性模型中，二氫楊梅素具有抑制細胞凋亡、脂質積累和氧化應激的作用[6]。但由于二氫楊梅素親脂性差，在生物體系中不易透過脂質雙分子層，使其轉運吸收緩慢，限制了其在肝臟中的利用。

目前，可以通過?；揎椞岣逥HM的脂溶性，即選擇合適的?；w取代二氫楊梅素分子上對其活性影響較小的羥基基團，進而降低其極性[7]。其中，酶法?；浅Ｓ玫孽；椒?，該方法綠色環保、過程簡單且選擇性高[8]。因此研究擬建立人正常肝細胞氧化損傷模型，通過酶法?；揎桪HM得到不同親脂性的DHM衍生物，考察DHM及其衍生物對肝細胞氧化損傷模型的保護機制，以期為二氫楊梅素應用于生物體系提供理論依據。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

二氫楊梅素、槲皮素：純度>98%，合肥博美生物科技有限公司；

固定化脂肪酶(Lipozyme TL IM)：250 U/g，諾維信生物技術有限公司；

丁酸乙烯酯、己酸乙烯酯、辛酸乙烯酯和己酸乙烯酯：東京化成工業株式會社；

30%過氧化氫(H2O2)、甲基叔丁基醚：分析純，國藥集團化學試劑有限公司；

PMSF蛋白酶抑制劑、ROS試劑盒、線粒體膜電位檢測試劑盒、RIPA細胞裂解液、Caspase 3活性檢測試劑盒：上海碧云天生物技術有限公司；

胎牛血清(FBS)、青霉素—鏈霉素雙抗(100×)、磷酸緩沖液(PBS)：Themo Fisher Scientific公司；

MTT試劑盒、LDH檢測試劑盒、BCA試劑盒、MDA檢測試劑盒、總SOD活性檢測試劑盒、CAT檢測試劑盒、GSH-PX檢測試劑盒：南京建成生物工程研究所。

1.2 儀器與設備

倒置熒光顯微鏡：ECLISE Ti2型，美國尼康公司；

高速冷凍離心機：Centrifuge 5415R型，德國艾本德公司；

雪花制冰機：FMB40型，無錫沃信有限公司；

全波長酶標儀：Multiskan GO1510型，賽默飛科技有限公司；

磁力攪拌器：RET型，IKA公司。

1.3 試驗方法

1.3.1 DHM衍生物制備 在反應瓶中依次加入10 mL甲基叔丁基醚，0.18 mmol DHM和0.4 U/mg DHM的固定化脂肪酶，再分別加入3.6 mmol不同碳鏈的脂肪酸乙烯酯，上述反應體系在50 ℃、200 r/min下反應72 h。然后分離純化樣品，冷凍干燥后得到5種3-O-?；錀蠲匪?，分別為3-O-乙?；錀蠲匪?C2-DHM)、3-O-丁?；錀蠲匪?C4-DHM)、3-O-己?；錀蠲匪?C6-DHM)、3-O-辛?；錀蠲匪?C8-DHM)和3-O-月桂?；錀蠲匪?C12-DHM)。

1.3.2 H2O2損傷濃度確定 在96孔板中培養(7×103個/孔，100 μL)24 h，將細胞分成2組，一組加入100 μL 不完全培養基(含1%雙抗但不含FBS)，另一組加入100 μL含H2O2(200，300，400，500，600 μmol/L)的培養基。孵育4 h后，按照MTT試劑盒說明書檢測細胞增殖情況。選擇細胞存活率在50%左右的H2O2濃度構建肝細胞氧化損傷模型。

1.3.3 肝細胞氧化損傷模型建立 將L02細胞分為損傷組、保護組和對照組，置于96孔板中培養(1×104個/孔，100 μL) 24 h。隨后往保護組加入100 μL含DHM或DHM衍生物(3.25，7.50，15.00，30.00 μmol/L)的培養基，對照組和損傷組中加入100 μL不完全培養基，孵育24 h。孵育結束后，保護組和損傷組中均加入100 μL含適宜損傷濃度H2O2的培養基，對照組中加入同等體積的不完全培養基，孵育4 h，按照MTT試劑盒說明書檢測各組細胞增值情況。選擇細胞存活率最高的樣品濃度作為最佳保護濃度。同時，選擇槲皮素做為陽性對照。

1.3.4 DHM及其衍生物對細胞內氧化損傷相關理化指標的影響

(1) ROS、LDH、MDA、CAT、MDA、SOD和GSH-PX：在6孔板中培養L02細胞(3×105個/孔，2 mL) 24 h，保護組中加入2 mL含最佳濃度樣品的培養基，對照組和損傷組加入同等體積的不完全培養基，孵育24 h后，損傷組和保護組加入2 mL含H2O2(400 μmol/L)的培養基，對照組加入同等體積的不完全培養基，再孵育4 h 后吸去上清，PBS清洗兩遍。按照相應的試劑盒說明書檢測培養基中ROS、LDH、MDA、CAT、MDA、SOD和GSH-PX水平，用倒置熒光顯微鏡拍照。

(2) 線粒體膜電位：在6孔板中培養L02細胞(3×105個/孔，2 mL) 24 h，保護組中加入2 mL含最佳濃度樣品的培養基，損傷組和對照組中加入同等體積的不完全培養基，繼續孵育24 h后，保護組和損傷組中加入2 mL 含損傷濃度適宜的H2O2培養基，對照組中加入同等體積的不完全培養基，再孵育4 h后，加入含有1% PMSF的RIPA裂解液處理30 min，用移液槍吸取裂解液至離心管中，離心(15 000 r/min)得上清液。按照線粒體膜電位試劑盒說明書進行檢測，使用熒光倒置顯微鏡進行拍照。

(3) Caspase 3：試驗步驟參照1.2.4，并按試劑盒說明書測定Caspase 3相對活性水平。

1.3.5 數據分析 使用Microsoft Excel和Origin 2018處理數據和繪圖，并使用IBM SPSS Statistics 22進行顯著性分析(P<0.05)，所有試驗均重復3次。

2 結果與分析

2.1 過氧化氫損傷濃度

由圖1可知，在200～600 μmol/L的濃度范圍內，相同的孵育時間下，隨著H2O2濃度的增大，細胞存活率逐漸下降。一般情況下，選擇細胞存活率在50%左右的濃度或者孵育時間構建細胞氧化損傷模型[9]，因此，選擇濃度400 μmol/L的H2O2建模，在此濃度下孵育4 h細胞存活率約為45%。

小寫字母不同表示差異顯著(P<0.05)

2.2 DHM及其衍生物濃度對氧化損傷肝細胞的保護作用

由圖2可知，在3.25,7.50 μmol/L濃度下，DHM及其衍生物處理組的細胞存活率均低于槲皮素處理組；而在15,30 μmol/L濃度下，C8-DHM處理組的細胞存活率高于槲皮素處理組，而其他衍生物包括DHM處理組的細胞存活率低于槲皮素處理組，這表明，在此濃度下，C8-DHM對肝細胞氧化損傷的保護效果高于槲皮素。在3.25～30.00 μmol/L的濃度范圍內，DHM及其衍生物處理組的細胞存活率均高于損傷組，且隨著濃度的增大，DHM和C2-DHM處理組的細胞存活率逐漸升高；其他衍生物處理組的細胞存活率則先升高后降低。在15 μmol/L時各組的細胞存活率最高，其中C8-DHM處理組的細胞存活率最高，達到了88.81%，即C8-DHM對細胞氧化損傷的保護效果最為明顯。隨著親脂性的提高，DHM衍生物更容易與細胞膜結合并穿過細胞膜，進而參與到細胞內的自由基產生的反應過程中發揮活性，起到保護肝細胞、提高細胞活力的作用；而當取代碳鏈達到一定長度后，空間位阻增大，阻礙衍生物進入細胞內部且限制其與自由基的接觸，從而影響了活性的發揮。

圖2 DHM及其衍生物對L02細胞氧化損傷模型的保護作用

2.3 DHM及其衍生物對細胞內ROS水平的影響

采用DCFH-DA熒光探針法檢測ROS水平，以DCF熒光圖像中綠色強弱作為評判。熒光圖像中綠色熒光強度越弱表示ROS水平越低，反之則表示ROS水平越高[10]。熒光結果為對照組的圖像中幾乎無綠色熒光，而H2O2損傷組的綠色熒光強度明顯增強，可見損傷組的細胞被H2O2刺激后產生并累積了過量的ROS；相較于損傷組，DHM及其衍生物處理組的熒光強度明顯減弱，表明DHM及其衍生物均能抑制細胞內ROS的產生。當取代碳鏈長度從C0增加到C8時，細胞內的熒光強度越來越弱，ROS水平逐漸降低；取代碳鏈長度從C8增加到C12時，細胞內的熒光強度稍有增強，ROS水平提高。

2.4 DHM及其衍生物對細胞LDH釋放的影響

由圖3可知，與損傷組相比，DHM及其衍生物處理組細胞培養液中的LDH水平明顯下降(P<0.05)，且隨著取代碳鏈長度的增長，細胞胞外LDH的活性呈先降低后升高的趨勢，其中，C8-DHM處理組細胞培養液中LDH的活性最低，降到了384.56 U/L。綜上，DHM及其衍生物可以通過保護細胞膜以提高細胞活力，其中，C8-DHM的效果最好。

小寫字母不同表示差異顯著(P<0.05)

2.5 DHM及其衍生物對MDA水平的影響

由圖4可知，與損傷組相比，DHM及其衍生物處理組的MDA水平顯著降低(P<0.05)，除C2-DHM處理組外，其余衍生物處理組的MDA水平均低于DHM處理組，可見，親脂性的提高可以使DHM更容易進入細胞內阻止過氧化反應的發生，從而避免細胞的損傷，其中C6-DHM和C8-DHM的效果最好。

小寫字母不同表示差異顯著(P<0.05)

2.6 DHM及其衍生物對細胞中抗氧化酶系的影響

由圖5可知，相較于H2O2損傷組，DHM及其衍生物處理組的SOD、GSH-PX和CAT活力均有所提高；衍生物處理組中，除C12-DHM外，其余衍生處理組的3種抗氧化酶的活力均高于DHM處理組?？傮w上看，隨著取代碳鏈的延長，3種抗氧化酶的活力呈先升高后降低的趨勢，C8-DHM對3種抗氧化酶活力的提高效果最為明顯。因此，DHM及其衍生物對細胞內ROS的清除能力與細胞內的抗氧化酶系有關，而親脂性一定程度的提高有利于DHM進入細胞上調相關的抗氧化酶活力。

小寫字母不同表示差異顯著(P<0.05)

2.7 DHM及其衍生物對線粒體膜電位的影響

通過JC-1熒光探針檢測的紅綠熒光變化可評估線粒體膜電位的下降程度。由熒光結果可知，相比于對照組，損傷組基本上整體呈現綠色熒光，表明其線粒體膜電位顯著降低；相較于損傷組，DHM及其衍生物組的紅色熒光程度增強，而且衍生物處理組的紅色熒光程度高于DHM處理組，表明DHM及其衍生物能夠抑制線粒體膜電位的下降，且衍生物組的細胞線粒體膜電位高于DHM處理組，其中，經C8-DHM處理的細胞圖像中幾乎無綠色熒光，表明其能顯著抑制線粒體膜電位的下降，從而阻止早期的細胞凋亡。

2.8 DHM及其衍生物對Caspase 3水平的影響

由圖6可知，Caspase活性相對水平依次為對照組≈DHM處理組>C2-DHM處理組>C12-DHM處理組>C4-DHM處理組>C6-DHM處理組≈C8-DHM處理組>空白組，5種衍生物處理組的Caspase 3相對活性水平顯著低于DHM處理組，其中C6-DHM和C8-DHM處理組的Caspase 3相對活性水平最低，表明中等鏈長的親脂性衍生物可顯著增強DHM抑制Caspase 3活性的能力。

小寫字母不同表示差異顯著(P<0.05)

3 結論

通過構建L02細胞過氧化氫損傷模型，考察了二氫楊梅素及其衍生物對肝細胞損傷的保護效果。除3-O-月桂?；錀蠲匪?C12-DHM)外，其余衍生物處理組對L02細胞的保護作用均高于DHM，DHM衍生物能通過調節細胞內的抗氧化通路減少活性氧的產生和積累，其中3-O-辛?；錀蠲匪?C8-DHM)對L02細胞氧化損傷的保護效果最為顯著。關于二氫楊梅素及其衍生物對細胞氧化損傷的保護作用機制只探討了線粒體通路中的關鍵位點，接下來會進一步考察對其他通路如內質網通路、死亡受體通路等的影響。