過氧化物酶體增殖物激活受體對魚類代謝的調節作用

劉 欣 孫淑倩 趙彥翠* 李明珠

（1．魯東大學生命科學學院，山東 煙臺 264025；2．魯東大學農學院，山東 煙臺 264025）

過氧化物酶體存在于真核細胞器中，參與脂肪酸氧化、磷脂合成和氧化應激等過程[1]。過氧化物酶體在過氧化物酶體增殖物（PP）的刺激下參與細胞代謝，其激活受體被稱為過氧化物酶體增殖物激活受體（PPARs）。PPARs 是核激素受體家族中的配體激活受體，在糖脂代謝過程中發揮重要作用。有關PPARs 在高等哺乳動物糖脂代謝中的調節機制的研究比較成熟，但PPARs 調控魚類的糖脂代謝作用機制的研究仍缺乏。因此，本文就PPARs 調節魚類糖脂代謝和能量代謝方面的研究進行總結，旨為PPARs在魚類糖脂代謝中的作用提供參考。

1 PPARs的概述

PPARs的結構見圖1。PPARs有A～F共6個區域，可分為4 個功能結構域。氨基端的A/B 區為轉錄活化區，C區為DNA結合區（DBD），D區為可變鉸鏈區，羧基端的E/F 區為配體結合區（LDB）。DBD 有兩個鋅指結構。LBD包含13個α螺旋和1個小型4股β片，更易結合飽和脂肪酸，在信號轉換過程中發揮重要作用[2-3]。PPARs 根據結構和生理功能可分為PPARα、PPARβ/δ 和PPARγ[4]。PPARs需要配體激活，PPAR的內源性配體有多不飽和脂肪酸、白三烯B4、前列腺素等；人工合成激動劑有貝特類藥物、苯氧乙酸衍生物、噻唑烷二酮類藥物等。

圖1 PPARs結構

PPARs作用途徑見圖2。

圖2 PPARs作用方式

PPARs轉錄活性由類視黃醇X 受體（RXR）介導[4]。PPARs 在體內被相應配體激活，與RXR 形成異二聚體，結合靶DNA 序列，調節糖脂代謝相關基因的轉錄。PPARs 與RXR也可以形成異二聚體存在于細胞核中，與過氧化物酶體增殖物反應元件（PPREs）結合，調控靶基因轉錄[5-6]。

PPAR信號通路包括上游脂肪酸跨膜轉運的2個蛋白基因（cd36 和fatp），在哺乳動物中促進脂肪酸β 氧化；配體由CD36 和FATP 蛋白轉運，在細胞質中由FABP 轉運到PPAR-RXR復合體，與調控下游的肉堿棕櫚酰轉移酶-1（CPT-1）、?；o酶A氧化酶（ACOX）、脂肪酸結合蛋白酶（FABP）、乙酰輔酶A合成酶（ACS）、脂肪酸合成酶（FAS）、乙酰輔酶A 羧化酶（ACC）等基因結合，還與腺苷酸活化蛋白激酶（AMPK）、細胞外因子（Wnt）、核因子κB （NF-κB）、雷帕霉素靶蛋白（mTOR）、固醇調控序列結合蛋白一型（SREBP-1c）等信號通路相互作用[7-10]。FABP 受不同類型的脂肪酸調節發揮作用[11]；飽和脂肪酸下調fabp的表達[12]，不飽和脂肪酸上調fabp的表達。ACS、FAS、ACC 等負責脂肪酸的合成。ACOX 和CPT-1 是脂肪酸β-氧化的限速酶[13]，調節脂肪分解。

2 魚類PPARs基因的克隆與表達

部分魚類PPARs基因的克隆見表1。由表1可知，魚類中編碼PPAR的基因有：團頭魴（Megalobrama amblycephala）[14]、鱸魚（Lateolabrax japonicus）[15]、斜帶石斑魚（Epinephelus coioides）[16]、 大西洋鮭魚（Salmo salar）[17]、大黃魚（Pseudosciaena crocea）[18]、牙鲆（Paralichthys olivaceus）[19]。魚類的PPAR包括3 種類型，分別為PPARα、PPARβ/δ和PPARγ，但同一亞型在不同魚類中有所差別，如大黃魚PPARα、PPARβ/δ、PPARγ只有1 種類型[18]，斑馬魚（Danio rerio）有2 個PPARα（pparaa、pparab）、 2 個PPARδ（pparda、ppardb）、1個PPARγ（pparg）。大西洋鮭魚有2個PPARγ（PPARγ1和PPARγ2）[17]。魚類PPARs分為4個功能結構域，魚類PPARsDBD在所有物種中保守程度高，但LBD結構保守程度不高。

表1 部分魚類PPARs基因的克隆

魚類PPARs的表達量與PPARs的亞型及魚的種類有關。研究發現，PPARα在肝臟、心臟、肌肉中表達量較高。如：PPARα在黃鯰（Pelteobagrus fulvidraco）肝臟中表達量最高，其次是心臟和肌肉[20]；PPARα在褐鱒（Salmo trutta f. fario）的肌肉中表達量最高[21]；歐洲鰈（Pleuronectes platessa）和金頭鯛（Sparus aurata）在肝臟和心臟中表達量最高[22]； 軍曹魚（Rachycentron canadum）在肌肉、心臟和肝臟表達量較高[23]。同哺乳動物一樣，PPARβ/δ在魚類中也廣泛分布，在肝臟、腎臟、胰腺、腸道和性腺中均有表達[24]；PPARβ/δ在褐鱒（S.trutta f. fario）的性腺、心臟及肝臟中表達量較高[21]；在長鰭籃子魚鰓（Siganus canaliculatus）中表達最高[25]。PPARγ在魚類中的表達范圍較哺乳動物廣泛，在黃鯰肌肉和脂肪組織中表達量較高[20]；褐鱒的肝臟是表達PPARγ的主要部位[21]；PPARγ在金頭鯛和牙鲆（Paralichthys olivaceus）脂肪組織中表達水平最高[19,26]；長鰭籃子魚中的PPARγ在腸和鰓中表達量高[25]。Li 等[14]研究發現，PPARγ在團頭魴（M. amblycephala）中的轉錄具有組織依賴性和發育階段依賴性。

3 PPARs在魚類代謝中的應用

3.1 PPARs在魚類脂質代謝中的應用

研究發現，PPARα、PPARβ/δ和PPARγ均參與魚類的脂質代謝，參與脂質的分解與合成[26]。在矛尾復鰕虎魚（Synechogobius hasta）中，PPARα和PPARγ通過調節fas、acc脂肪酸合成基因以及cpt-1 脂肪分解基因，調節脂質的代謝[27]。斑馬魚中PPARγ的缺失可以使絲氨酸/蘇氨酸蛋白激酶TOR （mTOR），核糖體蛋白S6 激酶（RPS6Kb1b）和絲裂原活化的蛋白激酶14A（MAPK14a）高度磷酸化，防止斑馬魚脂肪沉積[28]。鱖魚（Siniperca chuatsi）餌料中添加乳酸菌可顯著增強PPARα的表達，刺激脂質分解，減少肝臟脂肪沉積[29]。在斑馬魚中PPARβ/δ激動劑能夠顯著降低脂質積累[30]。在食物匱乏的環境中，墨西哥脂鯉（Astyanax mexicanus）肝臟中高表達的PPARγ有利于脂質積累[31]。PPARs還參與魚類體內長鏈多不飽和脂肪酸（LC-PUFA）的合成[32]。在卵形鯧鲹（Trachinotus ovatus）中，PPARαb通過調節卵形鯧鲹超長鏈脂肪酸延伸酶（Elovl4a）的表達，促進LCPUFA的生物合成[33]。PPARγ也會以劑量依賴性的方式上調fabp4的表達，增加卵形鯧鲹肝細胞中的DHA含量[34]。但在長鰭籃子魚中，PPARγ抑制LC-PUFA合成，當抑制PPARγ的表達后，Δ6Δ5脂肪?；ワ柡兔福é?Δ5Fads）的表達增強，LC-PUFA 的合成增多[35]。由此可見，PPARγ對魚類體內LC-PUFA的合成以及作用方式與魚的種類相關，這種相關性及機制還有待進一步研究[36]。

研究表明，PPARs對魚類脂肪代謝的調節作用與餌料中的脂肪含量及來源有關。研究發現，隨著餌料中脂肪水平的提高，梭魚（Liza haematocheila）肝臟、脂肪及肌肉組織中PPARα與PPARγ的表達量均升高，表明高脂喂養能夠激活PPARα的脂肪酸氧化代謝，降低脂肪水平[37]。高脂飲食的草魚（Ctenopharyngodon idellal）也能夠通過增強PPARα的表達誘導脂肪酸β 氧化以適應高脂質攝入[38]。虹鱒（Oncorhynchus mykiss）[39]和大西洋鮭魚（魚油）[40]中也出現類似結果。飼喂高水平植物油的草魚也表現出PPARγ、fas、cd36 的顯著上調[41-43]。但Guo 等[44]和Yuan 等[45]研究發現，喂養高脂餌料的草魚表現出肝臟fas表達下降、cpt-1表達增強，acc與PPARα也分別表現出下降和上升的趨勢；脂肪組織中的PPARγ和cpt-1 表達顯著增強，表明高脂餌料可以影響草魚PPAR信號通路中相關基因的表達，提高脂肪分解、促進脂肪細胞分化。劉康[46]在卵形鯧鲹和大口黑鱸（Micropterus salmoides）的研究中，發現飼喂魚油能夠使肝臟脂肪酸分解代謝基因cpt-1 表達量增強、脂肪酸合成相關基因fas表達量下調，飼喂豆油則得到相反的結果，表明不同來源脂肪會影響PPAR信號通路中相關基因的表達。

3.2 PPARs在魚類糖代謝中的應用

PPARs在魚類糖代謝中具有重要作用。研究發現，PPARα的激活能夠上調肝臟糖酵解途徑基因gk、pfk、pk的表達，改變尼羅羅非魚（Oreochromis niloticus）肝臟的糖代謝模式，但對肌肉中糖代謝無顯著影響。PPARα還可通過激活TRIB2，抑制Akt磷酸化，降低尼羅羅非魚中葡萄糖的氧化分解以及胰島素敏感性[47]。與哺乳動物相似，PPARγ在魚類中的表達同樣可增強脂肪細胞對胰島素的敏感性，調節魚類的糖代謝[48]。魚類利用碳水化合物的能力低，攝食過量的高碳水化合物會導致脂質過量積累[49-51]。Wang 等[52]研究發現，高碳水化合物飲食顯著提高了尼羅羅非魚甾醇調節元件結合蛋白1（srebp1）和accα的基因表達水平，fas表達也有上升。攝食高糖餌料的尼羅羅非魚還表現出肝臟pparα表達水平顯著降低[53-54]，表明高碳水化合物水平通過影響PPAR信號通路中相關基因的表達，抑制脂肪的分解代謝，促進肝臟脂肪的生成。飼喂高碳水化合物的草魚表現出肝臟pparα表達量顯著降低[55-56]。高碳水化合物喂養的團頭魴也表現出肝臟PPARγ、fas和accα表達量顯著升高，cpt-1、acox、pparα表達量顯著降低[57-58]。

3.3 PPARs在魚類能量代謝中的應用

脂質、糖類和蛋白質的代謝始終保持動態平衡，以維持細胞能量穩態。PPARs是糖類、脂質的關鍵調節劑，因此，PPARs在糖脂代謝的過程中也伴隨著能量代謝調節。Ning 等[59]對尼羅羅非魚的研究表明，PPARα被激動劑激活后可調節脂肪酸氧化、膽固醇和葡萄糖轉運蛋白，增加β氧化相關基因cpt-1、fas、acox的表達量，增加線粒體和過氧化物酶體數量。血清葡萄糖、胰島素和乳酸鹽水平隨著PPARα的激活而升高，與糖酵解和糖異生相關的關鍵酶的活性也顯著增強。禁食能夠激活PPARα，加速脂肪酸氧化產生能量[60]。PPARαb缺失會使斑馬魚脂肪酸β 氧化受限，通過增加葡萄糖利用率激活AMPK/AKT-mTOR 信號通路，抑制氨基酸分解，維持能量穩態[61]。當高碳水化合物攝入時，魚體的PPARα表達量下調，降低脂肪酸β 氧化，使魚類的脂肪酸合成、脂肪沉積[53]。高脂飲食會抑制團頭魴肝臟中cpt-1的表達，上調PPARγ減弱脂肪分解，造成脂肪沉積；高脂飲食還會上調葡萄糖激酶（GCK）和鈉依賴性葡萄糖共轉運蛋白1（SGLT1）mRNA的表達，通過血糖升高和胰島素抵抗破壞魚類的葡萄糖穩態[41]。在極端環境中，PPARα也可幫助魚類維持能量平衡，熱暴露下肝臟PPARα和cpt-1α的mRNA 表達水平顯著增加，增強游離脂肪酸β 氧化滿足更多的能量消耗[62]。PPARβ/δ主要調節與甘油三酯水解、脂質攝取、脂肪酸氧化和解偶蛋白激活相關基因的活性參與能量代謝[63-64]；PPARβ/δ直接或間接調節甘油三酯水解和FA 氧化基因acs、cpt-1。此外，cpt-1 以PPARγ 共激活劑-1 （PGC-1） 依賴性方式直接由骨骼肌中的PPARβ/δ調節，誘導線粒體生物合成、氧化代謝；PPARβ/δ還能夠激活線粒體解偶聯蛋白UCPs，增加能量消耗。PPARγ在脂肪組織中促進脂肪酸的沉積，分化脂肪組織并消耗能量[65]。此外，PPARγ還參與通過胰島素信號通路介導脂肪酸途徑，將多余的碳水化合物轉化為脂肪酸[66]。

4 環境因素通過PPARs影響魚類代謝

PPARs同樣也是水中污染物的靶點，在水污染物例如農藥、微塑料、重金屬等對魚類風險評估的研究中，PPARs 信號通路中acox、cpt-1 等得到了探討[67-69]。研究表明，PPARs可由農藥調節，導致魚類脂質代謝紊亂。雄性石斑魚上的多效唑和斑馬魚胚胎上的全氟辛烷磺酸會上調fas、acc的表達造成甘油三酯積累[68,70]。斑馬魚胚胎中β 氧化基因的表達會被三氯生破壞，導致脂肪酸在TCA 循環中轉化為乙酰輔酶A，導致脂質積累[71]。Qian等[72]研究發現，啶酰菌胺能夠通過加速脂肪酸β氧化和抑制脂肪生成，降低甘油三酯和膽固醇含量，導致成年斑馬魚脂質代謝紊亂。研究表明，微塑料通過影響PPARs信號通路，引發斑馬魚消化系統中肝臟炎癥和脂質積累[73]，引起腸道通透性和炎癥[74]。微塑料也可以通過影響PPARs 信號通路破壞草魚的脂質代謝，降低食物轉化率[75]。此外，水中的重金屬也通過PPARs影響魚類的代謝。研究表明，鋅暴露是通過增強轉錄水平的脂肪分解增加能量消耗；水中的鋅污染上調了矛尾復鰕虎魚肝臟細胞中PPARs下游基因acs和線粒體脂肪酸β氧化限速酶acox、cpt-1 的表達，增強能量消耗[76]。短時間銅暴露（30 d）會上調PPARγ和fas、下調PPARα，刺激矛尾復鰕虎魚脂肪生成，抑制脂肪分解，誘導肝臟脂肪堆積；長時間銅暴露（60 d）會上調PPARα、下調PPARγ和fas等基因，降低肝脂質含量[77]。

5 展望

PPARs在調節魚類脂肪分解、合成中起到重要作用。PPARs通過影響糖酵解基因，調節魚類糖代謝，同時伴隨著能量代謝。但PPARs在魚類糖脂代謝中調節機制的相關研究尚不夠深入，還需進一步探索。隨著多組學技術的聯合應用將更全面地揭示PPARs對魚類糖脂代謝和能量代謝的作用機制，為PPARs調控新型飼料添加劑的研究、開發和應用提供參考。PPARs是環境干擾化合物的主要靶點，對魚類的生存具有影響。隨著水體污染加劇，PPARs對魚類代謝的影響受到重視，因此需要更深入研究，為水環境處理以及魚類養殖業的可持續發展提供參考。