響應面法優化魷魚皮蛋白肽的制備工藝及其理化性質分析

朱清清，馬瑞娟，陳劍鋒，謝友坪

（福建省海產品廢棄物綜合利用工程技術研究中心，福州市海產品高值化利用行業技術創新中心，福州大學，福建福州 350108）

魷魚（Loligospp.）屬頭足類海洋軟體動物，體內含有豐富的蛋白質以及礦物質元素，具有生命周期短、生長快的特點[1]，是我國重要的遠洋漁業捕撈種類之一。據統計，我國每年加工魷魚約在40～50 萬噸[2]，魷魚加工已成為水產加工業的重要組成部分，其加工主要以胴體加工為主，魷魚頭、足、內臟及表皮等下腳料一般被加工成魚粉或被直接掩埋處理，造成資源的浪費和環境污染。魷魚皮是魷魚加工過程產生的主要下腳料之一，占總重10%左右[3]。魷魚皮中含有蛋白質、明膠、抗氧化色素、生物發光素及礦物質元素等物質[4]，其中蛋白質約占魷魚皮干重的88%，且膠原蛋白含量可高達30%[3]，是制備蛋白肽的優質原料。因此，如何高效利用魷魚皮制備蛋白肽對提高魷魚資源利用率、延伸魷魚加工產業鏈具有重要意義。

目前已有一些關于魷魚皮加工利用的報道，主要集中在膠原蛋白制備和活性物質提取等方面。Aleman 等[5]通過水解法從魷魚皮中提取了具有助消化功能的膠原蛋白。張國玉等[6]通過中性蛋白酶水解魷魚皮制備魷魚皮膠原蛋白肽粉，優化后的酶解條件為加酶量600 U/g、溫度45 ℃、pH6.0、酶解時間4 h，得到的產物呈淡黃色粉末狀，是一種低脂、低糖、高蛋白的肽粉。區兌鵬等[7]通過中性蛋白酶酶解魷魚皮，再通過熱水法制備明膠，得到的最佳制備條件為酶添加量0.6%、酶解時間2 h，酶解溫度40 ℃、提膠時間1 h、提膠溫度75 ℃，經優化后明膠提取率可達20.807%。Ezquerra-Braue 等[8]從魷魚皮中提取制備了親脂性物質，研究發現其具有顯著抑制微生物的作用，可顯著延長冷凍鱈魚的保質期。Kao 等[9]以魷魚皮磷脂為原料制備了功能性魷魚皮脂質體，并對其抗炎作用進行了研究，證明了魷魚皮脂質體具有明顯的抗炎作用。已有研究表明，對于同一酶解對象，采用不同的蛋白酶及酶解條件對其酶解產物的氨基酸組成、分子量分布、蛋白肽序列、抗氧化活性等具有明顯影響，而這又決定了酶解產物的潛在應用價值[10]。然而，目前對于魷魚皮蛋白肽的研究主要集中在酶解工藝的優化上，鮮有對魷魚皮蛋白肽的理化特性進行較為全面的研究。

本研究以魷魚皮為原料，首先通過單因素實驗考察酶種類、酶解時間、酶解溫度、酶解pH、加酶量對多肽濃度和三氯乙酸可溶性氮指數（Trichloroacetic acid soluble nitrogen index，TCA-NSI）的影響。在此基礎上，通過響應面分析法優化魷魚皮蛋白肽的制備工藝，并對其氨基酸組成、抗氧化活性、肽序列組成、模擬胃腸道消化等進行全面表征，以期為深度開發魷魚資源、實現加工下腳料的高值化利用提供一定參考依據。

1 材料與方法

1.1 材料與儀器

魷魚皮 福州海匯生物科技實業有限公司提供；木瓜蛋白酶（800 U/mg）、風味蛋白酶（30 U/mg）、Gly-Gly-Tyr-Arg 四肽標準品 上海源葉生物科技有限公司；堿性蛋白酶（200 U/mg） 北京索萊寶科技有限公司；牛血清白蛋白 德國Biofroxx 公司；胃蛋白酶（10 U/mg）、胰蛋白酶（50 U/mg）、酒石酸鉀鈉、五水合硫酸銅、乙腈、甲醇、三羥甲基氨基甲烷、鹽酸、無水乙醇、氫氧化鈉、三氯乙酸（Trichloroacetic acid, TCA）、鄰苯三酚、水楊酸、石油醚、七水硫酸亞鐵、抗壞血酸等 國藥集團化學試劑有限公司；2, 2-聯苯基-1-苦基肼基（2, 2-diphenyl-1-picrylhydrazyl，DPPH） 上海麥克林生化科技有限公司；2,2'-聯氮雙（3-乙基苯并噻唑啉-6-磺酸）二銨鹽（2,2'-azino-bis（3-ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid） diammonium salt，ABTS） 上海阿拉丁生化科技股份有限公司；細胞色素C、抑酞酶、桿菌酶乙氨酸-乙氨酸-酪氨酸-精氨酸、馬尿酸 美國Sigma-Aldrich 公司。

HMT-15 水浴多工位磁力攪拌器 天津市恒奧科技發展有限公司；UV-1700 紫外分光光度計、LC-16 高效液相色譜儀 日本島津公司；Sartorius BS 210S 電子天平 德國Sartorius 公司；TGL-15B 高速臺式離心機 上海安亭科學儀器廠；Biochrom30+全自動氨基酸分析儀 英國biochrom 公司；SHZD（III）循環水式多用真空泵 河南予華儀器有限公司；EASY pureⅡ超純水儀 Barnstead 公司；QExactive HF-X 質譜儀 美國賽默飛公司。

1.2 實驗方法

1.2.1 魷魚皮蛋白肽的制備 魷魚皮解凍清洗后，將石油醚與魷魚皮按4:1 混合，常溫下攪拌2 h，過濾后清洗瀝干得脫脂魷魚皮。取5 g 脫脂魷魚皮，按1:5 比例加水，控制不同酶解條件于磁力攪拌水浴鍋中酶解，結束后置沸水中滅酶10 min，冷卻搖勻后離心（5000 r/min，10 min），取上清液為蛋白肽溶液，冷凍干燥后得魷魚皮蛋白肽。

1.2.2 酶解條件優化

1.2.2.1 蛋白酶篩選 選用常見的蛋白酶，通過蛋白酶復配以增加酶切位點，進而提高魷魚皮蛋白質的酶解效率。以多肽濃度和TCA-NSI 為評價指標，按表1 條件篩選酶解效率最高的蛋白酶組合。

1.2.2.2 單因素實驗 以酶解溫度50 ℃、pH8.3、加酶量5000 U/g、酶解時間120 min、料液比1:5、蛋白酶比例1:1 為基本條件。按順序分別考察酶解時間（20、40、60、80、100、120 min）、酶解溫度（35、40、45、50、55、60 ℃）、胰蛋白酶和堿性蛋白酶比例（4:1、3:1、2:1、1:1、1:2、1:3、1:4）、酶解pH（5、6、7、8、9、10）和加酶量（1000、2000、3000、4000、5000、6000 U/g）對多肽濃度和TCA-NSI 的影響，同時每個單因素實驗結束后選用相應的最適條件進行后續的單因素實驗。

1.2.2.3 響應面試驗設計 以TCA-NSI（%）為響應值，選取酶解溫度、酶解時間、酶解pH 三個因素，按表2 的響應面試驗設計進行酶解工藝優化。

表2 響應面試驗因素水平設計Table 2 Factors and levels for response surface test

1.2.3 樣品多肽濃度測定 樣品多肽濃度的測定參照魯偉等[11]的方法。向酶解得到的蛋白肽溶液中加入等體積5% TCA（Trichloroacetic acid，TCA）溶液，混勻靜置10 min 后離心（4000 r/min，15 min），取上清液用5% TCA 稀釋10 倍，按3:2 的比例加入樣品與雙縮脲試劑，反應后離心取上清液于540 nm 測定吸光值，并參照標準曲線（y=0.1243x+0.0023，R2=0.997，以Gly-Gly-Tyr-Arg 四肽為標準試劑制作）計算樣品的多肽濃度。

1.2.4 TCA-NSI 測定 TCA-NSI 測定參照馬瑞娟等[12]的方法。先將酶解得到的蛋白肽溶液用等體積的15% TCA 溶液沉淀10 min，離心（4000 r/min，10 min）取上清液，按1:4 的比例加入樣品與雙縮脲試劑，反應30 min 后于540 nm 測定吸光值，參照蛋白標準曲線（y=0.0358x+0.0008，R2=0.999，以牛血清蛋白為標準試劑制作）計算樣品中可溶性氮含量，再按下式計算TCA-NSI 值。

式中：m0為15% TCA 沉淀后上清液中的可溶性氮質量（mg）；m1為原料中總氮質量（mg），通過凱氏定氮法測定。

1.2.5 蛋白肽氨基酸組成及評價 參照GB/T 5009.124-2016 測定魷魚皮蛋白肽的氨基酸組成及含量。根據聯合國糧農組織/世界衛生組織（United Nations Food Agriculture Organization/World Health Organization，FAO/WHO）的氨基酸評分標準模式和全雞蛋蛋白質的氨基酸模式，計算氨基酸評分（Amino acid score，AAS）、化學評分（Chemical score，CS）和必需氨基酸指數（Essential amino acid index，EAAI）[12-13]。

式中：aan，樣品中必需氨基酸質量占總蛋白質量的比例；AAn，FAO/WHO 參考標準中必需氨基酸質量占總蛋白質量的比例。

1.2.6 蛋白肽分子量分布測定 參照GB/T 22729-2008，采用高效液相色譜法測定蛋白肽分子量分布。

1.2.7 蛋白肽抗氧化能力測定

1.2.7.1 DPPH 自由基清除率的測定 參考高群等[14]的方法：準確稱量3.94 mg DPPH，配成0.1 mmol/L的DPPH 溶液，取2 mL 不同濃度（0.001、0.3、0.6、0.9、1.2、1.5、1.8 mg/mL）多肽溶液和2 mL DPPH溶液混勻，室溫下避光反應30 min，在517 nm 波長下測定吸光值，吸光值記為Ai，用無水乙醇和水分別替代DPPH 溶液和多肽溶液作為對照組和空白組，測得吸光度分別記為Aj和A0。以VC作為對照，評價其DPPH 自由基清除力。DPPH 自由基清除率計算公式如下：

1.2.7.2 ABTS+自由基清除率的測定 參考葛珍珍等[15]方法：將5 mL 7 mmol/L 的ABTS 和88 mL 40 mmol/L 的K2S2O4混合之后，配制ABTS+母液，室溫黑暗條件靜置反應12 h 后，用純水稀釋溶液至其734 nm 吸光度值為0.70±0.02。取1.0 mL 多肽溶液（0.01、0.3、0.6、0.9、1.2、1.5、1.8 mg/mL），加入稀釋后的ABTS+溶液3.0 mL，室溫反應30 min 后于734 nm 測定吸光值，記為As；以純水替換ABTS+溶液和多肽溶液，測得吸光度分別記為Ac和A0。以VC作為對照，評價其ABTS+自由基清除力。ABTS+自由基清除率計算公式如下：

1.2.7.3 羥自由基清除率的測定 參考馬瑞娟等[12]方法：取1.0 mL 9.0 mmol/L FeSO4溶液、1.0 mL 9.0 mmol/L 水楊酸-乙醇、1 mL 8.8 mmol/L H2O2，分別加入1 mL 不同濃度的多肽溶液（0.1、0.5、1.0、2.0、3.0、4.0、5.0、6.0 mg/mL）混合均勻，于37 ℃條件下水浴加熱0.5 h，之后測定510 nm 處的吸光度，記為A1；以純水替換H2O2以及多肽溶液，測得吸光度分別記為A2和A0。以VC作為對照，評價其羥自由基清除力。羥自由基清除率計算公式如下：

1.2.8 蛋白肽序列測定 蛋白肽按1:10 加入去離子水溶解后，加入適量0.25%乙酸，混勻離心取上清液，轉10 kDa 超濾離心管，12000 r/min 離心15 min。之后加入200 μL 0.25%乙酸，離心重復2 次，收集濾液，使用C18StageTip 脫鹽，真空干燥，肽粉用0.1%甲酸溶液復溶，之后參考李小鋒等[16]報道的LC-MS/MS 法測定并分析蛋白肽序列。

1.2.9 體外模擬胃腸道消化實驗 體外模擬胃腸消化實驗參考李小峰等[16]的方法。體外模擬胃消化：取20 g 魷魚皮按1:5 加入去離子水，采用上述優化后的條件進行酶解，滅酶冷卻后離心（5000 r/min，10 min），取上清液用HCl 將其pH 調至2.0，加入2%（E/S）的胃蛋白酶，于37 ℃反應2 h，滅酶冷卻后離心（5000 r/min，10 min），取上清液測定自由基清除率。體外模擬腸消化：經胃蛋白酶酶解后，將酶解液的pH 調為8.5，加入2%（E/S）的胰蛋白酶，于37 ℃反應2 h，滅酶冷卻后離心（5000 r/min，10 min），取上清液測定自由基清除率。

1.3 數據處理

所有實驗設置3 組平行實驗，結果以“平均值±標準差”的形式表示，采用Duncan 檢驗進行顯著性統計分析，P＜0.05 表示差異顯著，響應面試驗設計、數據統計分析和作圖分別采用Design-Expert V 8.0.6、SPSS 22.0 和Origin 9.0。

2 結果與分析

2.1 蛋白酶的篩選和單因素實驗結果分析

如圖1（A）所示，在6 種蛋白酶組合中，堿性蛋白酶與胰蛋白酶的組合對魷魚皮的酶解效果最佳，而風味蛋白酶與堿性蛋白酶的水解效果最差。這可能是由于胰蛋白酶、堿性蛋白酶、木瓜蛋白酶均為內切酶，且酶切位點各不相同[17]，因此通過復合這些蛋白酶可提高魷魚皮蛋白質的酶解效果。而風味蛋白酶的酶切位點是內切和外切組合[18]，內切酶作用于分子內部肽鍵，將蛋白質分子斷裂為多肽片段，而外切酶主要作用于蛋白質或多肽的分子末端，產生游離氨基酸，因此在相同加酶量的條件下，復合酶中包含外切酶位點的蛋白酶會使得酶解產物中多肽減少而游離氨基酸增多，從而導致酶解效果差于其他酶。因此，選擇胰蛋白酶和堿性蛋白酶復合作為酶解用酶。

圖1 不同酶解條件對多肽濃度和TCA-NSI 的影響Fig.1 Effects of different enzymatic conditions on peptide concentration and TCA-NSI

由圖1（B）可知，酶解時間對酶解效果的影響呈現先升高后降低的趨勢，在酶促反應前80 min 內，底物蛋白較為充足，多肽濃度和TCA-NSI 均呈現迅速升高趨勢，當酶解超過80 min 后可能由于底物蛋白所剩無幾，蛋白酶可將多肽進一步酶解為游離氨基酸，因此酶解效率大幅度下降[19]，這與王熙等[20]的研究結果相似。因此，選擇酶解時間為80 min 用于后續實驗。由圖1（C）可知，在35～45 ℃范圍內，溫度提高有利于激活底物與酶作用活性位點，從而增強酶促反應[21]，而當溫度超過45 ℃后，會破壞蛋白酶的活性中心，導致酶解效率下降[22]。因此，選擇酶解溫度為45 ℃用于后續實驗。由圖1（D）可知，當胰蛋白酶和堿性蛋白酶比例為2:1 時其酶解效率最高，主要原因可能是胰蛋白酶的酶切位點較少（Arg-，Lys-），而堿性蛋白酶的酶切位點較多（Ala-、Leu-、Val-、Tyr-、Phe-、Try-）[17]，當堿性蛋白酶比例過低時會使得酶解不充分，而當堿性蛋白酶比例過高時，則會導致底物過度酶解，蛋白肽更易被進一步水解為游離氨基酸。因此，選擇胰蛋白酶與堿性蛋白酶比例為2:1 用于后續實驗。由圖1（E）可知，多肽濃度和TCA-NSI 在pH5～10 內呈現先上升后降低的趨勢，在pH 為8.0 時多肽濃度和TCA-NSI 均達最大值，原因可能是由于酶的蛋白構象易受H+和OH-濃度變化的影響，并且H+和OH-會對蛋白酶活性位點功能基團的解離產生影響，進而影響酶促反應效率[23]。因此，選擇酶解pH 為8.0 用于后續實驗。由圖1（F）可知，當底物濃度一定時，蛋白酶濃度的提高有利于增加底物蛋白與酶分子中活性位點的碰撞幾率，從而加速酶促反應，但當酶添加過量后，會使得部分多肽被徹底酶解成氨基酸[23-24]。因此，選擇酶添加量為4000 U/g 用于后續實驗。

2.2 響應面試驗結果分析

2.2.1 響應面模型建立與分析 由于采用不同的復合酶比例及加酶量，其最佳的酶解溫度、酶解時間、酶解pH 也會隨之改變，因此本研究在單因素實驗確定的最適復合酶比例（2:1）及加酶量（4000 U/g）的基礎上，以TCA-NSI（Y）為響應值，選取酶解溫度（A）、酶解時間（B）、酶解pH（C）為自變量，進行響應面試驗設計，其結果如表3 所示。經回歸擬合后，得到Y 與A、B、C 之間關系的回歸方程如下：Y=87.49-7.47A+4.13B-4.70C+3.85AB+1.50AC-5.75BC-6.68A2-6.49B2-11.37C2。由表4 可知，該擬合模型的P值＜0.0001，決定系數R2=0.9879，調整決定系數R2Adj=0.9723，失擬項P=0.3273＞0.05 不顯著，說明該模型擬合程度較好，說明所選的3 個因素對魷魚皮酶解效果有明顯影響，由各因素的均方值可知，各因素對水解度的影響順序為：酶解溫度（A）＞酶解pH（C）＞酶解時間（B）。由圖2 可知，所選三個因素在研究范圍內都呈現先上升后下降的趨勢，且從這3 個因素的交互作用中可以看出，酶解時間（B）和酶解pH（C）交互作用最強，其次是酶解溫度（A）和酶解時間（B），而酶解溫度（A）和酶解pH（C）的交互作用最弱。

圖2 酶解溫度、酶解時間和酶解 pH 兩兩交互對 TCA-NSI影響的響應面圖Fig.2 Response surface plots of the interactive effect of temperature, time and pH on TCA-NSI

表3 響應面試驗方案及結果Table 3 Design and results of response surface test

表4 響應面模型的方差分析Table 4 ANOVA of the response surface model

2.2.2 驗證實驗 由Design-Expert 軟件預測魷魚皮蛋白肽的最佳制備條件為：溫度43.38 ℃、時間100 min、pH7.52，TCA-NSI 的預測值為88.23%。為方便實際操作，選擇溫度43.50 ℃、時間100 min、pH7.50 進行驗證，在此條件下，TCA-NSI 值為89.02%±0.66%。預測值與實際結果相對誤差為0.90%。以上結果說明，通過響應面試驗得到的酶解魷魚皮工藝條件具有較高的可信度。

2.3 魷魚皮蛋白肽氨基酸組成與評分

魷魚皮蛋白肽中共包含17 種氨基酸（表5），總氨基酸含量為83.05 g/100 g，其中含有7 種必需氨基酸，含量為27.70 g/100 g，其必需氨基酸指數EAAI為0.90（表6）。研究表明，當EAAI 值為0.86～0.95時可表示蛋白質量良好[25]。因此，以上結果說明所制備魷魚皮蛋白肽的必需氨基酸組成相對均衡，且營養價值較高。此外，由CS 和AAS 可知（表6），Ile 和Lys 為其限制性氨基酸，因此若將該蛋白肽用作飼料或者食品添加劑時，可根據實際營養需求額外補充Ile 和Lys。

表5 魷魚皮蛋白肽的氨基酸組成Table 5 Amino acid composition of squid skin peptides

表6 魷魚皮蛋白肽的必需氨基酸含量及氨基酸評分Table 6 Essential amino acid content and amino acid score ofsquid skin peptides

2.4 魷魚皮蛋白肽的分子量分布

從表7 可以看出，魷魚皮蛋白肽的分子量主要分布在180～3000 Da，占比高達99.64%，表明魷魚皮經酶解后產物中主要為小分子肽，而小分子肽具有易吸收、吸收過程不需要額外能量、對腸胃親和性高等特性[26]，因此具有較高的潛在應用價值。

表7 魷魚皮蛋白肽的分子量分布Table 7 Molecular weight distribution of squid skin peptides

2.5 魷魚皮蛋白肽抗氧化性分析

由圖3 可知，隨魷魚皮蛋白肽濃度增大，其DPPH 自由基清除率、ABTS+自由基清除率、羥自由基清除率均增加，呈明顯的正相關性，其半抑制濃度（IC50）分別為0.61、0.28 和1.95 mg/mL。相關研究表明，當IC50低于10 mg/mL 時，則可說明其具有良好的抗氧化性[27]。因此，以上結果表明所制備的魷魚皮蛋白肽具有較強的抗氧化性。

圖3 不同質量濃度的魷魚皮蛋白肽和抗壞血酸對自由基清除率的影響Fig.3 Effects of different concentrations of squid skin peptides and ascorbic acid on free radical scavenging

2.6 魷魚皮蛋白肽序列分析

從魷魚皮蛋白肽中鑒定出43 種肽段（表8），其中38 個肽段的分子量低于1800 Da。研究表明，分子量介于500～1800 Da 的肽段對自由基有更強的清除能力[28]，原因是短肽能暴露出更多具有抗氧化能力的氨基酸殘基[29]。此外，魷魚皮蛋白肽中含有10.10%芳香族氨基酸（表5），且有16 個肽段中的疏水氨基酸超過一半，分別有58.14%和48.84%的多肽序列在其N 端和C 端存在疏水性氨基酸。通常疏水性氨基酸殘基能提高肽鏈在非極性溶劑中的溶解性，增強肽鏈與脂質自由基親和力，進而減少自由基對機體細胞的氧化作用[30-31]，而芳香族氨基酸是良好的供電子體，使自由基從不穩定狀態轉變成穩定狀態[32]。同時，當疏水性氨基酸位于肽段序列的C 端或N 端時更有助于提高肽段的抗氧化活性[33-34]。因此，以上結果進一步證實了所制備的魷魚皮蛋白肽具有較強的抗氧化活性。

表8 魷魚皮蛋白肽的LC-MS/MS 序列鑒定結果Table 8 LC-MS/MS sequence identification results of squid skin peptides

2.7 體外消化實驗結果分析

由表9 可知，在胃消化階段，魷魚皮蛋白肽中分子量大于3000 Da 的部分被完全酶解，因此該階段主要是將較大肽段進一步分解；而在腸消化階段，分子量在500～3000 Da 的肽段則被完全酶解成更易吸收的小肽以及氨基酸。如圖4 所示，經模擬胃腸消化后，魷魚皮蛋白肽對DPPH 自由基和羥自由基的清除活性呈先升高后降低的變化趨勢，原因可能是模擬胃消化過程使得蛋白肽暴露出更多的疏水性氨基酸側鏈，從而有利于提高蛋白肽對DPPH 自由基和羥自由基的清除活性[35]；而模擬腸消化過程可將多肽進一步酶解，導致多肽內部空間結構發生變化，進而使得相應的抗氧化活性位點減少[36]。相反地，ABTS+自由基清除率則呈現先降低后上升的趨勢，原因可能是不同pH 條件會引起蛋白肽結構變化，導致蛋白肽與ABTS+自由基的相互作用方式發生改變，從而影響其抗氧化能力；同時在酸性條件下，蛋白肽可能更容易發生氧化反應，如生成二硫鍵或氧化脫氨酸等，這些氧化反應可能會降低蛋白肽的抗氧化能力，導致其對抗ABTS+自由基的能力下降[37]。

圖4 模擬胃腸消化對魷魚皮蛋白肽抗氧化活性的影響Fig.4 Effect of simulated gastrointestinal digestion on antioxidant activity of squid skin peptides

表9 模擬胃腸消化對魷魚皮蛋白肽分子量分布的影響（%）Table 9 Effect of simulated gastrointestinal digestion on the molecular weight distribution of squid skin peptides (%)

3 結論

本文以魷魚皮為原料，通過單因素和響應面試驗優化了魷魚皮蛋白肽的酶解制備工藝，得到的最佳條件為：酶解溫度43.50 ℃、酶解時間100 min、酶解pH7.50、胰蛋白酶與堿性蛋白酶比例為2:1、加酶量4000 U/g，在此條件下TCA-NSI 可達89.02%±0.66%，所制備的魷魚皮蛋白肽氨基酸組成均衡，EAAI 值為0.90。LC-MS/MS 測序結果表明魷魚皮蛋白肽中含有43 個多肽序列，其中38 個肽段的分子量低于1800 Da，且有16 個肽段中的疏水氨基酸超過一半，分別有58.14%和48.84%的多肽序列在其N 端和C 端存在疏水性氨基酸，使得魷魚皮蛋白肽對DPPH 自由基、ABTS+自由基和羥自由基清除率的IC50可分別達0.61、0.28 和1.95 mg/mL。經體外模擬胃腸消化后，魷魚皮蛋白肽可被降解為分子量更小的肽段，同時仍能維持較好的抗氧化活性。本實驗為魷魚皮蛋白肽的制備及應用提供了實驗依據。

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