植物糖原-槲皮素復合物的制備及特征

韋倩倩，樊金玲*，朱文學，白喜婷，任國艷

（河南科技大學食品與生物工程學院，河南 洛陽 471023）

槲皮素（quercetin，Qu）是一種天然存在的多羥基黃酮醇（3,3’,4’,5,7-五羥基黃酮），是黃酮中最強的抗氧化劑之一，廣泛存在于人類的日常飲食中，在萵苣、洋蔥、葡萄酒、漿果和茶中含量尤為豐富[1-2]，具有抗氧化、抗炎、抗病毒、抗腫瘤、抗糖尿病、保護心血管等多種生理活性[3-5]。但是Qu在水中的溶解度低（2.84～8.28 μg/mL）[6-8]；低溶解度一方面是槲皮素在體內的吸收效率差、生物利用率低的重要原因[9]；另一方面也極大程度限制了其在水溶性基質的食品和藥品等相關領域的應用。因此，提高Qu的水溶性是保證其生物學效應、開發其潛在應用價值的重要途徑。

目前提高Qu溶解度的材料和體系主要有：基于脂質體的微乳液、納米乳劑、固體脂質體納米顆粒[10]、納米結構脂質載體[11]、自乳化體系[12]；基于人工合成或天然聚合物的膠束[13]、納米顆粒；形成分子復合物，如環糊精包合物[14-15]、磷脂復合物[16]。但是上述方法多數不適用于食品，例如：脂質體制備需要大量的表面活性劑；大多數天然高分子聚合物通常需要修飾，而合成聚合物的生物相容性低等；此外，還存在體系穩定性差、制備過程復雜及成本過高等問題。

植物糖原（phytoglycogen，PG）是由α-1,4和α-1,6糖苷鍵連接的可溶性α-D-葡聚糖[17]，廣泛存在于植物的su1突變體胚乳中。PG是支鏈淀粉的結構類似物，但與后者相比，PG的平均鏈長更短、分支度更高；具有外緊內松的球形樹枝狀分支模式，易溶于冷水[18-20]。王攀等[21]以PG為載體負載姜黃素（curcumin，CCM）制備了PG-CCM復合物，成功提高了CCM在水體系中的溶解度。Chen Hua等[8]以PG負載葉黃素和Qu，顯著提高了葉黃素和Qu的溶解度；但其方法存在乙醇用量大（占總體系體積的25%）、負載效率低（僅4.53%）、超聲效果不易控制等缺陷，制備體系的乙醇濃度高，不僅增加了制備成本，而且得到的 PG-Qu復合物溶液不能直接應用于食品體系；同時，高濃度乙醇也增加了對后續操作中干燥設備的影響和要求；負載效率低則意味著Qu用量大，制備成本高。本研究采用低濃度乙醇體系（體積分數1%），并省去超聲處理，制備PG-Qu復合物。本方法具有制備簡單、不添加任何表面活性劑、體系安全無毒等優點。

本實驗著重研究了PG、Qu、體系pH值和鹽對Qu表觀溶解度、負載能力、負載效率的影響規律；在此基礎上，進一步研究了PG-Qu復合物的抗氧化活性和癌細胞抑制能力；并采用動態激光光散射法、透射電子顯微鏡（transmission electron microscope，TEM）、傅里葉紅外變換光譜（Fourier transform infrared spectrometer，FTIR）儀、X射線衍射（X-ray diffraction，XRD）儀對PG-Qu復合物的粒徑、形貌、分子相互作用等結構表征進行了分析。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

MCF-7細胞 ATCC細胞庫；A549細胞 國家實驗細胞資源共享服務平臺（北京總部）；玉米種子（加強甜型，‘中甜8號’） 北京金農科種子科技有限公司；槲皮素（純度≥95%，色譜純） 美國Sigma公司；乙醇（國產分析純） 天津市德恩化學試劑有限公司；磷鎢酸 天津市科密歐化學試劑有限公司；碳支持膜（400 目） 中鏡科儀（北京）膜科技有限公司；DMEM高糖培養基 美國HyClone公司；胎牛血清江蘇恩莫阿賽生物技術有限公司；0.25%胰酶（含0.02%EDTA） 美國Biosharp公司；其他試劑均為國產分析純，購自天津市德恩化學試劑有限公司。

1.2 儀器與設備

L5S紫外-可見分光光度計 上海儀電分析儀器有限公司；H2050R高速冷凍離心機 湖南湘儀實驗室儀器開發有限公司；SCIENTZ-10N真空冷凍干燥機 寧波新芝生物科技股份有限公司；Nano-ZS90動態散射激光粒度儀 英國馬爾文儀器有限公司；TENSPOR27 FTIR儀、D8ADVANCE XRD儀 德國Bruker儀器公司；JEM-2100 TEM 日本電子公司；E191IR恒溫培養箱 美國西蒙公司；CKX41SF倒置電子顯微鏡日本OLYMPUS公司；SW-CJ-2FD雙人單面凈化工作臺蘇州凈化設備有限公司。

1.3 方法

1.3.1 PG的提取

PG的提取參照王攀等[21]的方法。將su1突變體‘中甜8號’玉米種子粉碎后，加4 倍體積去離子水，4 ℃冰箱中靜置浸提4 h，過濾，收集濾液，濾渣重復浸提2 次，合并濾液并調節pH值至4.8；于4 ℃冰箱中靜置2 h，離心（5 000×g、30 min）收集上清液，靜置24 h，二次離心（5 000×g、30 min）后收集上清液，并調節其pH值至7；高壓滅菌鍋中高溫（121 ℃、20 min）處理后再次離心（10 000×g、20 min）。取上清液，加3 倍體積的無水乙醇沉淀PG，布氏漏斗抽濾，至濾液無色，收集漏斗中的PG置于通風櫥中揮干，以除去殘余的乙醇，得到PG固體粉末。PG平均得率為10.4%。分別采用二硝基水楊酸法[22]和考馬斯亮藍法[23]測得PG中還原糖質量分數為0.88%，蛋白質量分數為0.12%。

1.3.2 PG負載Qu的方法

取4.95 mL不同質量濃度的PG水溶液（或鹽溶液），加入0.05 mL不同質量濃度的Qu乙醇溶液，在氣浴恒溫振蕩器（200 r/min、25 ℃）中振蕩平衡30 min，離心（10 000×g、30 min），棄去不溶的Qu沉淀，上清液即為PG-Qu的負載液。將PG-Qu負載溶液進行真空冷凍至粉狀，置于干燥器中，4 ℃冰箱中保存，備用。

1.3.3 影響PG負載Qu的因素探討

分別按要求配制溶液，按照1.3.2節中所述方法負載Qu，研究PG質量濃度、Qu質量濃度、PG溶液的pH值和鹽離子對負載的影響，按表1進行操作。

表1 影響PG負載Qu的因素試驗設計Table 1 Experimental design of factors affecting Qu loading onto PG

1.3.4 表觀溶解度、負載能力及負載效率的測定

Qu質量濃度測定的標準曲線繪制：用體積分數80%乙醇配制2.5、5、7.5、10、12.5、15、17.5、20 μg/mL的Qu標準溶液，于372 nm波長處測定吸光度并繪制標準曲線。Qu質量濃度在0～20 μg/mL的范圍內與吸光度呈良好的線性關系，線性回歸方程為：y＝0.075 35x－0.004 29，R2＝0.999 91。

樣品中Qu表觀溶解度的測定：取1.3.2節中的上清液（負載液）1 mL（或將PG-Qu凍干粉復溶于去離子水中配制一定質量濃度的復溶液，取復溶液1 mL），以體積比1∶4的比例加入無水乙醇，混勻后離心（10 000×g、30 min），取上清液，測其在372 nm波長處的吸光度。按照公式（1）～（3）分別計算Qu的表觀溶解度、負載能力和負載效率。

1.3.5 抗氧化活性的測定

樣品準備：分別配制一定質量濃度的VC水溶液、Qu-乙醇溶液和PG-Qu水溶液3 組樣品，3 組樣品按以下方法進行實驗，體系中Qu的終質量濃度均為0～80 μg/mL。

總還原力測定：參考黃曉霞[24]的方法并做適當修改，取0.5 mL樣品液于試管中，加入1.5 mL、10 mg/mL鐵氰化鉀（K3Fe(CN)6）溶液，50 ℃水浴保溫20 min；冷卻后加入2.5 mL、100 mg/mL三氯乙酸溶液；取混合液2.5 mL，依次加入2.5 mL去離子水和0.5 mL、1 mg/mL FeCl3溶液，充分混勻，靜置10 min后，于700 nm波長處測定吸光度。用等體積去離子水或無水乙醇代替樣品分別作VC（去離子水）、PG-Qu（去離子水）和Qu（無水乙醇）的空白對照，用去離子水調零?？傔€原力以樣品吸光度減對應的空白對照吸光度的差值表示。以樣品終質量濃度為橫坐標，吸光度差值為縱坐標進行作圖。以VC作陽性對照。吸光度差值越大表示還原能力越強。

羥自由基清除能力按水楊酸法測定。取0.25 mL樣液于試管中，加入1 mL 6 mmol/L的硫酸亞鐵（FeSO4）溶液和0.25 mL 6 mmol/L的水楊酸乙醇溶液，最后加入1 mL 6 mmol/L的H2O2溶液啟動反應，37 ℃水浴2 h，于513 nm波長處測定吸光度，記為A1；用等體積去離子水或無水乙醇代替樣品分別作VC（去離子水）、PG-Qu（去離子水）和Qu（無水乙醇）的空白對照，用去離子水調零，測得吸光度A0；用等體積去離子水代替H2O2作背景組，以減去Qu的本底吸光度。以樣品質量濃度為橫坐標，羥自由基清除率為縱坐標繪圖，其中PG-Qu組樣品清除率為PG-Qu中Qu的清除率。以VC作陽性對照。樣品對羥自由基的清除率按式（4）計算。

1.3.6 癌細胞抑制作用

樣品準備：將Qu分散至DMEM培養基中配制Qu懸濁液，記為Qu/H2O組；將Qu溶于二甲基亞砜（dimethyl sulfoxide，DMSO）中配制成質量濃度為1 mg/mL的母液，再以DMEM培養基稀釋得到不同質量濃度的樣品（DMSO體積分數控制在1%以下），記為Qu/DMSO組；將PG-Qu復合物凍干粉復溶于DMEM培養基中配制不同質量濃度PG-Qu樣品液，記為PG-Qu組；上述3 組樣品濃度以Qu計，均為0～100 μmol/L。同時，將PG溶于DMEM培養基配制與PG-Qu組相同PG質量濃度的樣品，記為PG組。

采用噻唑藍（3-(4,5-dimethyl-2-thiazolyl)-2,5-diphenyl tetrazolium bromide，MTT）法研究樣品對MCF-7細胞和A549細胞增殖的抑制作用。具體為：MCF-7和A549細胞用含體積分數10%胎牛血清、100 U/mL雙抗的DMEM高糖培養基培養，37 ℃、含體積分數5% CO2的恒溫培養箱中培養至細胞80%鋪滿瓶底；貼壁細胞用0.25%胰酶（含0.02% EDTA）消化1 min后，棄去胰酶，用DMEM培養基將細胞吹打下來，制成細胞懸液，以1×105個/mL的細胞濃度接種至96 孔板，每孔200 μL，培養24 h。棄去舊培養基，加入200 μL新鮮培養基或樣品液，繼續培養24 h。棄去舊培養基，磷酸鹽緩沖溶液（phosphate buffered saline，PBS）清洗兩次，每孔加入200 μL新鮮培養基和10 μL MTT（5 mg/mL），繼續培養4 h。利用酶標儀測490 nm波長處樣品吸光度，記為A2，加等體積培養基的吸光度記為A1，加等體積PBS的孔中溶液吸光度記為A0，根據式（5）計算抑制率，PG-Qu組抑制率為扣除PG組抑制率之后的數據，n＝6。

1.3.7 PG-Qu的結構表征

1.3.7.1 粒徑分布的測定

配制4、5、6、8、10 mg/mL的PG溶液分別和6 mg/mL的Qu溶液，按照1.3.2節中的方法進行負載，得到不同PG質量濃度的PG-Qu復合物負載液。負載液分別用去離子水稀釋至PG終質量濃度為2 mg/mL，漩渦振蕩器混勻，使用Nano-ZS90動態光散射激光粒度儀測定其粒徑分布、聚合物分散指數（polymer dispersity index，PDI）。

1.3.7.2 TEM分析樣品內部結構

將PG-Qu復合物溶于0.02 mol/L的醋酸鈉緩沖溶液（pH 5.5）中，配制成0.01 g/100 mL的PG-Qu復合物溶液，取一滴滴在碳涂層上，干燥后再次重復上一步操作；用15 mg/mL的磷鎢酸染液滴一滴在加有樣品的銅網上進行負染，2 min后用濾紙吸去多余的染色液，樣品在室溫下干燥過夜后進行TEM成像處理[25]。

1.3.7.3 FTIR光譜的測定

精確稱取Qu和PG，并以1∶100質量比混合均勻，制成Qu與PG的物理混合物，分別稱取Qu、PG、Qu與PG的物理混合物和PG-Qu復合物凍干粉4 種樣品各1～2 mg，將樣品分別與100 mg溴化鉀（KBr）粉末加入研缽中并研磨均勻，用壓片機壓片，用不加樣的KBr壓片作為背景空白，掃描范圍500～4 000 cm－1，分辨率4 cm－1，掃描32 次。

1.3.7.4 XRD圖譜測定

工作條件：Cu靶，掃描速率8°/min，測定管壓40 kV，管流40 mA，掃描范圍5°～35°（2θ）。分別對Qu、PG、PG和Qu的物理混合物以及PG-Qu復合物進行XRD測定。

1.4 數據處理與統計

所有實驗重復3 次，結果以平均值±標準差表示；利用DPS軟件中實驗統計-完全隨機設計-單因素試驗統計分析進行數據的差異顯著性分析（P＜0.05）；用Origin 8.5軟件作圖。

2 結果與分析

2.1 不同因素對PG負載Qu的影響

本研究將少量高質量濃度（6 mg/mL）的Qu乙醇溶液分散于一定質量濃度的PG溶液中，使體系中Qu處于過飽和狀態，乙醇體積分數為1%。此時，即存在Qu分子相互聚集從而生成沉淀的過程，同時也存在Qu與PG分子相互作用形成PG-Qu復合物的過程，兩個過程彼此競爭；通過離心操作除去Qu沉淀，得到可溶性PG-Qu復合物。

圖1 不同因素對PG負載Qu的影響Fig. 1 Influence of different factors on Qu loading onto PG

如圖1A所示，當體系中不存在PG時，由于Qu的溶解度很低，吸光度小于本實驗檢測方法的最低檢測限（分光光度法），無法測得準確數值。當PG質量濃度在1～5 mg/mL范圍內，Qu表觀溶解度隨PG質量濃度增大而顯著增大；隨后繼續提高PG質量濃度，表觀溶解度不再增加。PG對Qu的負載效率的影響呈類似規律，而負載能力則隨PG質量濃度增大呈現減-增-減的變化趨勢。當PG質量濃度為5 mg/mL時，表觀溶解度、負載能力和負載效率達到最大值，分別為47 μg/mL、9.49 μg/mg和78.33%。

如圖1B所示，當Qu質量濃度在1～6 mg/mL范圍內，Q u表觀溶解度和負載能力隨Q u質量濃度增大而顯著增大，表觀溶解度提高了5.37 倍，負載效率無顯著變化（7 0.9 8%～7 9.8 8%）；隨后繼續提高Q u質量濃度至8 m g/m L，表觀溶解度、負載能力和負載效率均呈逐步下降趨勢。由于負載體系中Qu處于過飽和狀態，同時存在Qu分子相互聚集生成沉淀以及Qu與PG分子相互作用生成可溶性PG-Qu復合物兩個過程，彼此競爭；因此，當Qu質量濃度較小時（小于6 mg/mL），體系中存在的PG分子數量足以用于負載Qu，即形成可溶性復合物的過程占優勢；當進一步增大Qu質量濃度時，體系中的PG分子數量相對不足，Qu分子的相互聚集生成沉淀的過程占優勢，從而導致Qu表觀溶解度下降。

如圖1C所示，當溶液pH值從2增至6時，Qu的表觀溶解度未發生顯著變化；pH值從6增至8時，Qu的表觀溶解度提高了3.9 倍。負載效率和負載能力呈類似變化規律，最大值分別可達75.82%、9.19 μg/mg。據報道，Qu的—OH的去質子化順序為4’—OH、7—OH、3—OH、3’—OH、5—OH，對應的pKa分別為6.41、7.81、10.91、11.53、12.91，Qu在pH 5以下的酸性環境中不會發生去質子化[26]。本實驗中，當體系pH值小于6時，由于Qu幾乎不發生去質子化，Qu分子趨向于相互聚集生成沉淀；當pH值大于6時，Qu的羥基發生去質子化而使分子帶有部分電荷，呈電負性的Qu分子傾向于以游離的單分子形式存在，從而增大了其與PG相互作用的機率。

圖2 NaCl（A）、醋酸鹽（B）、磷酸鹽（C）濃度對PG負載Qu的影響Fig. 2 Effect of NaCl (A), acetate (B), phosphate (C) concentrations on Qu loading onto PG

NaCl和醋酸鹽濃度對負載無顯著影響（圖2A、B）。磷酸鹽濃度則顯著影響PG對Qu的負載，當磷酸鹽濃度從0 mmol/L增至5 mmol/L時，Qu表觀溶解度急劇下降了25.20%；繼續增大磷酸鹽濃度至20 mmol/L，Qu的表觀溶解度持續下降至初始的66.57%（圖2C）。

在上述研究結果基礎上，采用5 mg/mL的PG溶液和6 mg/mL的Qu乙醇溶液在pH 8不含磷酸鹽的條件下負載，制備了PG-Qu復合物溶液。將溶液凍干成粉，冷水復溶至PG質量濃度為50 mg/mL，得到黏度低、流動性強、狀態穩定的復溶液。測得此條件下Qu的表觀溶解度為509.46 μg/mL，與在水中Qu表觀溶解度（2.84 μg/mL）相比提高近180 倍，負載效率為79.88%，負載能力為9.68 μg/mg。

當將PG-Qu復合物凍干粉復溶至PG質量濃度20 mg/mL時，Qu的表觀溶解度雖然僅有201.56 μg/mL，與文獻[8]的結果相比降低，但負載效率提高了近20 倍，減少了Qu的用量，降低了制備成本。

2.2 PG負載對Qu抗氧化活性的影響

圖3 Qu、PG-Qu的總還原力（A）和羥自由基清除能力（B）Fig. 3 Total reducing power (A) and hydroxyl radical scavenging ability (B) of Qu and PG-Qu complex

如圖3A、B所示，Qu組和PG-Qu組樣品的總還原力和羥自由基清除能力均呈現良好的量效關系；當Qu質量濃度相同時，PG-Qu組樣品的總還原力和羥自由基清除能力高于Qu組，與Lee[27]、劉康[28]等分別報道的Qu/二氧化硅納米粒、Qu/殼聚糖納米粒與Qu相比，對羥自由基和的清除作用有所提高的結果相同。因此，PG負載Qu形成PG-Qu復合物納米粒后，其抗氧化活性與Qu相比增強，可能是因為Qu制備成納米粒后的表面積增加，使其與活性自由基接觸幾率更大。

2.3 PG負載對Qu抑制癌細胞效果的影響

圖4 Qu和PG-Qu對MCF-7（A）和A549（B）細胞的抑制作用Fig. 4 Inhibition of MCF-7 cells (A) and A549 cells (B) by Qu and PG-Qu complex

Qu可以通過調節細胞生長過程抑制結腸癌細胞、乳腺癌細胞、肺癌細胞、肝癌細胞等多種癌細胞的增殖[29-32]。如圖4所示，不同組中，Qu對MCF-7細胞和A549細胞的抑制作用均呈劑量依賴性；細胞培養過程中，Qu濃度為20～100 μmol/L時，各組對這兩種細胞的抑制率從大到小均依次為Qu/DMSO組＞PG-Qu組＞Qu/H2O組，且組間差異顯著。表明PG負載Qu后能顯著提高Qu對MCF-7細胞和A549細胞增殖的抑制作用。細胞實驗中常用DMSO溶解Qu，再以培養基稀釋制備Qu，并不是將Qu直接溶于DMEM培養基中，因溶劑中含有DMSO，故Qu/DMSO組的結果不能完全反映出游離Qu在水體系中的細胞抑制效果；Qu/H2O組和PG-Qu組均直接用培養基配制，PG-Qu組的細胞抑制率顯著高于Qu/H2O組，表明PG-Qu復合物能顯著提高Qu在水體系中的細胞抑制效果。

圖5 Quu/H2O、PG-Qu、Qu/DMSO處理24 h后MCF-7（A）、A549（B）細胞顯微鏡圖Fig. 5 Microscopic images of MCF-7 cells (A) and A549 cells (B) after 24 h treatment with Qu/H2 OO, PG-Qu, and Qu/DMSO

100 μmol/L的Qu/H2O、PG-Qu、Qu/DMSO和不加樣品的培養基分別培養MCF-7細胞和A549細胞24 h后，置于倒置顯微鏡下觀察細胞形態，結果見圖5。對于MCF-7細胞，空白孔（圖5A1）的細胞分布均勻，細胞形態完整，細胞邊緣清晰可見；Qu/H2O組（圖5A2）細胞邊緣模糊，細胞形態發生變化；PG-Qu組（圖5A3）細胞嚴重變形，細胞裂解成碎片；Qu/DMSO組（圖5A4）細胞凋亡嚴重，瓶底僅剩少部分細胞碎片附著。對于A549細胞，空白孔（圖5B1）的細胞分布均勻，細胞生長致密；Qu/H2O組（圖5B2）細胞間隙增大，細胞出現空泡；PG-Qu組（圖5B3）可見細胞數量明顯減少，現存的細胞嚴重皺縮變形，細胞裂解；Qu/DMSO組（圖5B4）細胞凋亡嚴重，瓶底僅剩少部分細胞碎片附著。

2.4 PG-Qu復合物的結構表征結果

2.4.1 PG-Qu復合物的粒徑分布及Zeta電位

利用Nano-ZS90激光粒度儀測定PG負載Qu前后的粒徑分布，結果見圖6和表2。PG的平均粒徑約為71.51 nm；不同質量濃度PG負載Qu得到PG-Qu復合物的粒徑與PG相比無顯著變化，均在68～72 nm之間；PG和PG-Qu復合物粒徑的PDI均小于0.15，表明PG和PG-Qu復合物粒徑分布均勻；PG的Zeta電位為－4.12 mV，負載Qu后PG-Qu的Zeta電位顯著下降至約－10 mV，推測可能因為在負載條件下（pH 7.74）PG帶負電荷，而Qu的羥基發生去質子化使Qu呈電負性，故PG負載Qu后所帶負電荷顯著增加。

圖6 PG、PG-Qu復合物的粒徑分布Fig. 6 Particle size distribution of PG and PG-Qu complex in aqueous solution

表2 PG-Qu和PG的平均粒徑和PDITable 2 Average particle size and polymer dispersity index of PG-Qu complex and PG

2.4.2 TEM分析結果

圖7 PG（A）、PG-Qu復合物（B）的TEM圖像Fig. 7 TEM images of PG (A) and PG-Qu complex (B)

如圖7所示，PG表現為分布均勻、表面光滑的球形結構，直徑約30～50 nm，與Huang Lei[20]和Bi Lin[33]等采用TEM測定PG納米粒的粒徑結果相近。PG-Qu復合物形貌與PG相比無明顯變化。TEM成像所測粒徑小于采用激光粒度儀測定的平均粒徑（68～72 nm）。采用TEM觀察樣品時，樣品需做干燥處理，樣品分子脫水，使測得的粒徑小于溶液狀態下水化分子時采用激光粒度儀測定的粒徑。

2.4.3 FTIR結果

圖8 Qu（a）、PG（b）、PG-Qu物理混合物（c）和PG-Qu（d）紅外譜圖Fig. 8 FTIR spectra of Qu (a), PG (b), physical mixture of PG and Qu (c)and PG-Qu complex (d)

如圖8所示，在PG的光譜中，峰位3 368 cm－1出現一寬峰，為—OH的伸縮振動。在Qu的光譜中，3 312 cm－1處的峰為—OH的伸縮振動峰，1 664 cm－1處為C環上的—C＝O的伸縮振動峰，1 612 cm－1處為C環上的—C＝C的伸縮振動峰，1 512 cm－1和1 560 cm－1處的峰分別為Qu的A環和B環的苯環特征振動峰。在Qu與PG的物理混合物光譜中，上述Qu的特征吸收峰均存在；其中，1 664 cm－1處的－C＝O伸縮振動峰移至1 662 cm－1處，1 560 cm－1的峰移至1 559 cm－1處。PG-Qu復合物紅外光譜中，Qu光譜中1 664、1 612、1 560 cm－1和1 512 cm－1處的特征吸收峰均消失，PG的—OH的伸縮振動從3 368 cm－1紅移至3 374 cm－1，表明PG與Qu發生了相互作用[8,34-35]。據文獻報道，氫鍵是酚類化合物與聚合物發生相互作用的主要作用力[36]。本研究中，PG-Qu復合物光譜中，Qu C環—C＝O的伸縮振動吸收峰消失，表明其可能參與了PG與Qu間氫鍵的形成。

2.4.4 XRD結果

由圖9可知，Qu在衍射角（2θ）13.18°、16.85°、22.04°和26.70°處有明顯的衍射峰存在，表明其為晶體結構[35,37]；PG不是晶體，故其衍射光譜中沒有明顯衍射峰；Qu衍射峰在Qu與PG物理混合物的衍射圖譜中基本上都存在，表明Qu以晶體形式存在于混合物中；PG-Qu復合物衍射圖譜中所有衍射峰都消失，表明PG-Qu中Qu幾乎以無定形的狀態存在。PG可以通過形成氫鍵與Qu相互作用，從而破壞Qu的原始晶體結構，使Qu轉化為無定形狀態。物質的結晶狀態影響其溶解度[38-40]，Qu晶體結構緊密，導致其水溶性差；而PG-Qu復合物中Qu的無定形狀態提高了其在水中的溶解度。

圖9 Qu（a）、PG（b）、PG-Qu物理混合物（c）和PG-QQuu（dd）XRD譜圖Fig. 9 XRD spectra of Qu (a), PG (b), physical mixture of PG and Qu (c) and PG-Qu complex (d)

3 結 論

PG是一種新型的載體，通過簡單的步驟負載Qu得到PG-Qu復合物，粒度分布均勻且與PG相比粒徑無顯著差異；負載液凍干后復溶至PG質量濃度為50 mg/mL，Qu表觀溶解度可提高近180 倍，負載能力為9.68 μg/mg，負載效率為79.88%。PG負載Qu前后均呈均勻光滑的球形結構，粒徑無顯著變化，利用激光粒度儀測定的平均粒徑為68～72 nm。Qu在PG-Qu復合物中以無定形的非晶體形式存在，氫鍵是Qu與PG發生作用的主要作用力。PG-Qu復合物與Qu相比抗氧化性和對癌細胞（MCF-7細胞和A549細胞）的抑制作用均顯著提高。綜合以上可得出，PG是一種高效的載體，可顯著提高Qu的表觀溶解度，同時可提高Qu的抗氧化性和癌細胞抑制作用，因此有望被應用于功能食品中以促進Qu的藥理作用。