基于釀酒酵母體系的人參皂苷抗衰老活性篩選及評價

陳靜靜，白雪媛，邊 帥，吉世禹，王思明

（長春中醫藥大學吉林省人參科學研究院,吉林長春130000）

釀酒酵母是抗衰老研究中最為簡單的生物模型[1]，也是最成熟的真核生物表達系統。其正常細胞的衰老新陳代謝反應機制與人體正常細胞的衰老新陳代謝反應機制很相似[2]。它生長周期短、易大規模培養，具有相對較短、易于測量的時間和復制壽命，并已完成基因組測序，有完整的核苷酸序列[3]，并與哺乳動物有高度的同源性。釀酒酵母衰老模型作為一種單細胞生物模型，不僅能夠高通量篩選藥物活性，更能夠進一步從細胞水平探尋衰老的機制[4]。目前國內外用釀酒酵母作為研究衰老的模式生物已有30余年，基于酵母模式生物，相關研究已經發現了多酚白藜蘆醇和天然多胺亞精胺可作為潛在的抗衰老劑[5]。酵母細胞同哺乳動物類似，其中存在著超氧化物歧化酶、過氧化氫酶等抗氧化酶[6-11]。蛋白質組學是在大規模水平上研究蛋白質的特征，包括蛋白質的表達水平、翻譯后的修飾、蛋白與蛋白相互作用等，由此可以獲得蛋白水平上的關于釀酒酵母衰老發生及給藥后細胞的整體而全面的認識[12]。

人參被譽為“百草之王”，具有很大的藥用價值[13]。人參皂苷是人參中的重要活性成分之一，它也已經被證明是具有抗衰老作用的藥物之一，在抗衰老過程中起非常重要的作用[14-16]。經查閱文獻資料，最終確定選用較多人使用研究的和人參中含量較高的人參皂苷單體進行實驗，因此前期篩選使用了八種人參皂苷Rb1、Rb2、Rg1、Rg2、Rg3、Rh1、Rh2、Rd[17-19]。然而人參皂苷抗衰老涉及到多種作用機制，目前尚不清楚，其中，具有明顯抗衰老作用的單體皂苷也不甚明晰，本實驗旨在探究人參皂苷減弱氧化應激從而達到延緩釀酒酵母衰老的作用及確定出效果最為明顯的一種或多種單體皂苷對其進行活性評價[20]。

以往研究人參皂苷的抗衰老作用，用動物或細胞作為研究模型較多，但研究不夠深入，未清楚其作用機制[21]，以釀酒酵母作為抗衰老模型，不僅可說明人參皂苷在不同物種上的保守性，也能為后期人參皂苷的作用機制研究提供方便。本文以釀酒酵母作為模型生物進行實驗，為人參皂苷更進一步的有效使用提供一定參考。以比較有代表性的SOD作為抗氧化指標，篩選出較為有效的單體皂苷。后面再通過ROS含量、MDA含量以及多種抗氧化酶活性進行驗證人參皂苷是否具有抗氧化作用從而達到抗衰老作用。通過對釀酒酵母的正常組及給藥組的蛋白質組比較分析，找到某些“衰老特異性的蛋白質分子”與藥物產生抗衰老作用的主要途徑。

1 材料與方法

1.1 材料與儀器

釀酒酵母BY4742 淼靈生物公司；YPD培養基：1%酵母膏、2%蛋白胨、2%葡萄糖，溶于蒸餾水中，121 ℃滅菌20 min，YPD固體培養基是在液體培養基中加入2%的瓊脂；人參皂苷標準品 源葉生物科技有限公司；酵母膏、蛋白胨、葡萄糖、瓊脂、MTT、二甲基亞砜、DNS、卡那霉素、磷酸鹽緩沖液、愈創木酚、TCA、過氧化氫酶檢測試劑盒 索萊寶科技有限公司；BCA試劑盒、活性氧檢測試劑盒、MDA檢測試劑盒 碧云天生物試劑公司；SOD試劑盒 南京建成生物工程研究所。

EYELA恒溫培養箱 東京理化公司；infinite M200PRO酶標儀 瑞士TECAN公司；SCIENTZ超聲波細胞粉碎機 寧波新芝生物有限公司；SX-700蒸汽滅菌器 日本Tomy Digital Biology公司；SW-CJ-2D型雙人凈化工作臺 蘇州凈化設備有限公司；innova40全溫振蕩培養箱 德國Eppendorf公司；KQ-600E型超聲清洗器 昆山超聲儀器有限公司。

1.2 實驗方法

1.2.1 釀酒酵母活化與培養 將購買的菌種在YPD固體培養基上進行劃線或涂布，于28 ℃培養箱倒置培養48 h活化[22]。再進行單克隆培養即挑單菌落于滅完菌的小體積YPD液體培養基里擴大培養，再進行大體積的二次擴大培養，培養條件為28 ℃、180 r/min，每次培養24 h即可連續傳代培養使用。培養基中均加入卡那霉素50 mg/mL作抗生素，避免染菌[23]。

1.2.2 酵母細胞生長曲線的繪制及降糖能力測定取經兩次擴大培養后的菌液，以2%的接種量接種于新的培養基中置于合適條件下培養，將此時記為0 h（初始接種期），每隔4 h從中取樣，用MTT法測定OD600值。菌濃度以OD600值表示。取樣測定繪制釀酒酵母的生長曲線[24]。

采用二硝基水楊酸（DNS）法測定菌液中的殘糖含量，先繪制出葡萄糖標曲，測定OD540值，用空白管進行調零，即可繪制出檢測還原糖的標準曲線。

樣品測定：取發酵液1 mL，8000 r/min離心10 min取上清液，加入0.75 mL的DNS混勻，煮沸5 min，立即冷卻，加入蒸餾水稀釋到10 mL，測定OD540值，將結果帶入標曲即可得到各時間點菌液的殘糖含量。若OD值不在標曲內，可以先稀釋樣品找出合適的濃度。

1.2.3 釀酒酵母不同時期凝絮能力比較 根據1.2.2的生長曲線，選出分別處于穩定前期、穩定中期和衰老期的三個時間點，將菌液濃度用生理鹽水稀釋至2.0×104～3.0×104CFU/mL，搖勻，取等體積稀釋后樣品1 mL于Ep管中，用PBS定容至20 mL，室溫靜置，每隔30 min從管中取樣，測定其OD600值。

1.2.4 最適給藥濃度篩選 查閱文獻，選出藥物濃度為100、150、180、200、250 μg/mL給藥[25-26]，確定較合適的給藥濃度。進行后續實驗，每隔6 h取樣測定，繪制給藥后酵母細胞生長曲線，與未給藥的正常生長曲線進行對比，觀察是否延長酵母細胞的時序壽命，實驗做三組平行。

1.2.5 有效人參皂苷初步篩選 根據前期藥物濃度篩選確定藥物濃度，于酵母菌剛進入穩定期時進行，分別給藥人參皂苷Rb1、Rb2、Rg1、Rg2、Rg3、Rh1、Rh2、Rd。之后隔12 h取樣，根據MTT實驗結果確定細胞濃度，繪制生長曲線，進行比較。同時在將要進入衰老期時測定不同皂苷作用的酵母菌抗氧化酶超氧化物歧化酶（SOD）含量，以確定效果較好的人參皂苷單體進行后續實驗。

1.2.6 不同時期酵母細胞的形態觀察 取經磷酸鹽緩沖液洗滌2次的酵母細胞，用PBS稀釋細胞懸液到適當濃度，置于干凈的聚酰胺玻片上，進行爬片，洗滌，固定，用掃描電鏡觀察細胞形態。

1.2.7 粗酶液制備 取1 mL菌液，用反復凍融加超聲波破碎細胞法進行處理，3000 r/min離心6 min得到的細胞沉淀用PBS洗滌三次，再加入0.5 mL PBS，功率300 W，工作3 s，間歇9 s，置于冰水浴中持續10 min進行超聲處理。得到的細胞破碎液于4 ℃，12000 r/min的條件下離心10 min，取上清即得到粗酶液。由于蛋白易降解失活，要將粗酶液置于-20 ℃下并分裝保存，避免反復凍融。

1.2.8 抗氧化指標測定

1.2.8.1 ROS含量的測定 采用熒光探針DCFHDA檢測法[9]進行測定。YPD液體培養基稀釋DCFH-DA探針使終濃度為10 μmol/L，收集細胞懸浮于稀釋好的DCFH-DA中，細胞濃度為1.0×106～2.0×106CFU/mL，37 ℃孵育20 min，PBS清洗三次，使用熒光酶標儀在488 nm激發波長和525 nm發射波長下測定。

1.2.8.2 POD酶活性的測定 采用愈創木酚法[9]進行測定。依次加入2 mL 0.2 mol/L的磷酸鹽緩沖液、0.1 mL 0.05 mol/L愈創木酚溶液、0.1 mL的粗酶液、1.0 mL的2% H2O2，充分搖勻，在37 ℃水浴保溫15 min，立即加入2%的TCA溶液 2 mL終止反應，混勻，用雙蒸水調零，在470 nm處測吸光度值，以每分鐘吸光度值變化0.01為一個酶活單位（U）。使用BCA試劑盒測定粗酶液中的蛋白含量。

式中：ΔA470表示樣品在470 nm下的吸光度值；N表示加酶量，mL；C表示蛋白濃度，mg prot/mL；T表示反應時間，1 min。

1.2.8.3 SOD 酶活性的測定 采用WST-1法[23]進行測定。取1.2.7得到的粗酶液稀釋10倍，測定孔接20 μL稀釋好的粗酶液，再加入酶工作液20 μL和200 μL底物應用液，混勻后，37 ℃孵育20 min，450 nm測吸光度A。測定空白孔同測定孔用酶稀釋液代替酶工作液，其余步驟相同。在反應體系中SOD抑制率達50%時所對應的酶量為一個SOD活力單位（U）。按公式計算SOD抑制率：

式中：Ah表示對照孔450 nm下的吸光度值；Ai表示空白對照孔450 nm下的吸光度值；Aj表示測定孔450 nm下的吸光度值；Ak表示空白測定孔450 nm下的吸光度值；K表示反應體系稀釋倍數；C待測表示待測樣本蛋白濃度，mg prot/mL。

1.2.8.4 CAT 酶活性的測定 采用微量法[23]進行測定。取30 μL菌液加1 mL CAT提取液，超聲破碎，離心取上清（與1.2.7相同）。取10 μL粗酶液加入190 μL檢測工作液，記錄每min樣品在240 nm下的吸光度變化值。使用BCA試劑盒測定粗酶液中的蛋白含量。CAT活力計算公式如下：

式中：ΔA表示每分鐘樣品在240 nm下的吸光度變化值；V總表示反應總體積，mL； εH2O2表示H2O2的摩爾消光系數，43.6 L/mol/cm；d表示孔板光徑，0.6 cm；Cpr表示樣品蛋白濃度，mg prot/mL；V樣表示樣品體積，mL；T表示反應時間，min。

1.2.8.5 MDA含量測定 TBA顯色法[27]。取1.2.7得到的粗酶液100 μL，加入0.2 mL MDA檢測工作液，混勻，沸水浴15 min，水浴冷卻至室溫，1200 r/min離心10 min后取200 μL上清加入到96孔板中，隨后用酶標儀在535 nm測定吸光度。由此通過比色法對樣品中的MDA進行定量檢測。

1.2.9 蛋白質組學分析 取68 h的給藥與空白樣品各3個，離心回收沉淀，清洗兩次，液氮研磨成細胞粉，加入四倍體積裂解液，超聲三次，收集上清液進行蛋白質提取，再以1:50的比例進行胰酶酶解，再用TMT肽段標記，標記的肽段用高pH反向液相色譜進行分離，質譜檢測分子量進行成分分析和結構分析，最后進行蛋白質的定性與定量分析。

1.2.9.1 TMT標記及肽段分級 將各樣品得到的所有蛋白進行酶解，肽段定量。按照TMT標記試劑盒說明書，每份樣品分別取100 μg肽段進行標記，標記試劑解凍后用乙腈溶解，與肽段混合后室溫孵育2 h，標記后的肽段混合后除鹽，真空冷凍干燥。首先采用乙腈和0.1%三氟乙酸 （TFA） 進行柱平衡，然后將混合的標記肽段樣品上樣，將其脫鹽處理、梯度洗脫、真空干燥后用適量0.1% FA溶液復溶凍干樣品，在吸光度280 nm處測定肽段濃度。

1.2.9.2 液相色譜-串聯質譜（LC-MS/MS）分析 采用納升流速的HPLC 液相系統對每份分級樣品進行分離；樣品經色譜分離后用Q-Exactive質譜儀進行質譜分析，正離子檢測方式，母離子掃描范圍300～1800 m/z。多肽和多肽碎片的質量電荷比采集方式：每次全掃描后采集20個碎片圖譜（MS2 scan，HCD）。

1.2.9.3 蛋白質鑒定和定量分析 LC-MS/MS質譜分析原始數據使用軟件Mascot 2.2和 Proteome Discoverer 1.4進行查庫鑒定及定量分析，最后生物信息學分析得到差異蛋白篩選和GO功能集分析。

1.3 數據處理

數據處理均采用Prism 8軟件作圖，結果用“平均值±標準差”表示，數據用ANOVA方法作差異分析（P＜0.05）。實驗均做3次平行。

2 結果與分析

2.1 釀酒酵母的生長曲線和殘糖變化

由圖1可知，釀酒酵母的遲滯期為0～4 h，對數生長期在4～16 h，并在16 h進入穩定期（靜止期），說明這個時期的酵母菌個體形態及生理指標都較為穩定，是菌種采樣留種的好時期。在68 h開始進入衰亡期（也叫衰老期）。與此對應的培養基殘糖變化也表明在對數生長期16 h之前殘糖含量快速下降，說明此時酵母菌生長消耗大量的葡萄糖，16～68 h進入穩定期，殘糖含量下降緩慢，說明隨著釀酒酵母培養時間的增加，酵母細胞對葡萄糖的代謝能力逐漸變慢，當培養到68 h時，殘糖濃度下降極度緩慢基本保持不變，由此可見細胞衰老使得釀酒酵母對糖的代謝能力減弱。

圖1 釀酒酵母的生長曲線和殘糖變化圖Fig.1 Growth curve and residual sugar diagram of Saccharomyces cerevisiae

2.2 不同時期的酵母菌凝絮能力變化

凝絮能力測定要選用比較有代表性的時間點樣品進行實驗，因此選用了剛到達穩定期的16 h、穩定期中點的44 h和進入衰亡期的68 h的菌液進行絮凝能力對比實驗，由圖2可知，16 h的釀酒酵母凝絮曲線斜率為0.0006，44 h凝絮曲線的斜率為0.001，68 h斜率為0.0015。隨著酵母細胞培養時間的增加，其絮凝速率明顯加快，這可能是由于酵母在衰老過程中，細胞經多次出芽繁殖，表面細胞壁褶皺程度增加，導致了細胞間表面粘附力增強，從而促進了細胞聚集引起絮凝速率加快，也有可能是由于菌體在衰老過程中胞內活性氧積累，脂質過氧化加劇，產生氧化應激，導致細胞損傷，從而導致細胞絮凝速率加快[28]。還有可能是細胞衰老過程中，細胞活力下降，導致絮凝能力增強。

圖2 釀酒酵母不同時間凝絮能力變化Fig.2 Changes of flocculation ability of Saccharomyces cerevisiae at different time

2.3 篩選最適給藥濃度

使用人參皂苷Rg1根據酵母菌的生長曲線篩選出最適的給藥濃度。根據圖3生長曲線結果得出當給藥濃度是150、180、200 μg/mL時，均在84 h進入衰亡期，有明顯延長酵母菌穩定期的作用。而濃度為100 μg/mL、250 μg/mL和空白組一樣于72 h進入衰老期，但由結果可知180 μg/mL時對酵母還具有明顯的增殖效果，說明當給藥濃度為180 μg/mL時，既能延長酵母的穩定期同時具有明顯增殖效果，作用最佳。因此選定給藥濃度為180 μg/mL進行后續實驗。

圖3 不同給藥濃度的生長曲線Fig.3 Growth curve of different drug concentration

2.4 不同人參皂苷對釀酒酵母作用結果

據圖4可以比較直觀的得出人參皂苷Rb1、Rb2、Rg1、Rg2、Rg3、Rh1均有延緩酵母衰老的作用，均延長了釀酒酵母進入衰老拐點的時間：空白組是在72 h附近開始有菌濃度下降的趨勢，而給藥組Rg1在96 h附近開始下降，Rb2是在84 h處出現下降趨勢。同時，Rg3有非常明顯的酵母菌增殖效果，Rb1、Rg2、Rh1也都有一定的增殖作用。為了使結果更清楚，選用了拐點附近的5個時間點64、68、70、72、76 h進行抗氧化酶SOD活性的檢測，以便觀察哪些藥物有明顯增強抗氧化酶活性的效果。由圖5可以得出，人參皂苷Rg1、Rg3有明顯增強抗氧化的作用，在各時間點均增大SOD活力（P＜0.05）。人參皂苷Rb1、Rb2、Rh1也有增加抗氧化酶活性的作用，但效果不如Rg1和Rg3。人參皂苷Rg3造價較為昂貴且效果較Rg1稍低。由此，結合這兩個實驗結果，最終確定使用人參皂苷Rg1進行接下來的活性研究實驗。

圖4 不同人參皂苷作用下的酵母菌生長曲線Fig.4 Growth curve of yeast under the action of different ginsenosides

圖5 不同人參皂苷作用下的酵母細胞SOD活力比較Fig.5 Comparison of SOD activity in yeast cells under different ginsenosides

2.5 人參皂苷Rg1給藥組與空白組的生長曲線對比

由圖6 給藥組與空白組比較可知，給藥后顯著延長了酵母細胞的時序壽命，約延長了24 h?？瞻捉M在84 h時已經進入衰老期，而給藥組還處于穩定期，且給藥組于96 h進入衰亡期，細胞濃度較空白組有較顯著提升（P＜0.01）。由此可以看出給藥人參皂苷Rg1使釀酒酵母穩定期延長，進入衰老期的時間點延緩，且菌濃度較未給藥的正常培養的酵母菌濃度較高，說明人參皂苷Rg1具有延緩釀酒酵母衰老的作用并能夠促進酵母增殖。

圖6 給藥與未給藥的生長曲線對比圖Fig.6 Comparison of growth curve between drug administration and non drug administration

2.6 不同時期細胞形態對比

圖7 是不同時期的酵母細胞掃描電鏡圖。A是正常對照組在剛進入穩定期時的細胞形態，其形態穩定，細胞呈不規則球狀，表面光滑無皺褶。B是正常對照組在剛進入衰亡期的細胞狀態，細胞經過多次出芽生殖，表面粗糙產生大量絮狀物，表面褶皺增加，出現核仁碎片，細胞有明顯衰亡痕跡。C是在正常培養基礎上給藥人參皂苷Rg1，同樣是68 h的細胞狀態，從圖中可以看出細胞正在進行分裂，細胞表面雖有芽痕，但細胞形態保留較為完好，與未給藥組對比有明顯改善，因此可知人參皂苷Rg1在一定程度上可以改善酵母細胞的衰老情況。

圖7 釀酒酵母不同時期細胞形態Fig.7 Cell morphology of Saccharomyces cerevisiae at different stages

2.7 抗氧化指標測定

細胞內的活性氧含量越高，說明抗氧化能力越弱。POD和CAT是主要的抗氧化酶之一，含量越高，說明抗氧化能力越強。SOD水平與自由基含量呈負相關，其水平的高低可間接反映機體內自由基的含量。測定MDA含量即可得到細胞氧化脂質的情況[29]。由圖8可以看出，空白組釀酒酵母隨培養時間的增加，胞內活性氧含量出現先升高后下降的趨勢，而給藥組能明顯降低酵母的活性氧含量，特別在剛給藥后存在極顯著差異（P＜0.0001）。POD也是酵母中的主要抗氧化酶之一，隨時間的延長，POD出現先上升后下降的趨勢，同時給藥后顯著提升酵母細胞內的POD活性（P＜0.01）。由圖c可知釀酒酵母SOD活力隨培養時間的增加而增強，給藥后能使酵母細胞SOD活性更強，結果有顯著性差異（P＜0.05）。CAT同POD一樣，都呈現先上升后下降的趨勢，進入衰老期后抗氧化酶活力便開始下降。由圖e可知MDA含量隨培養時間的增加而增大，在68 h進入衰老期后細胞數減少所以MDA含量總體有所減少，但給藥后能顯著降低細胞內MDA的含量，說明細胞抗氧化能力顯著增強（P＜0.05）。從圖中可以看出，給藥后不僅細胞中的活性氧含量有所降低，各抗氧化酶的活力增強，在酵母進入衰老期抗氧化酶活力開始下降后也能抵御活性氧或超氧陰離子帶來的氧化損傷，尤其是POD和SOD酶活力有明顯增強，MDA含量也有明顯降低。因此可以說明人參皂苷Rg1具有延緩釀酒酵母衰老的作用，并且可以降低釀酒酵母的活性氧含量，同時增加胞內抗氧化酶的活力，抑制脂質過氧化率，可為后續的研究提供數據支撐。人參皂苷Rg1可能是通過抗氧化達到抗衰老的目的。

圖8 給藥與未給藥的抗氧化酶活性及活性氧含量對比圖Fig.8 Comparison of antioxidant enzymes and reactive oxygen content between drug administration and non drug administration

2.8 蛋白組學分析結果

在差異蛋白質篩選中，以表達倍數＞1.5 倍（上調大于1.5倍或下調小于0.67倍）且P-value＜0.05（Ttest）為標準，得到比較組間的上調、下調的蛋白質數目。將比較組間蛋白質以表達差異倍數和Pvalue（T-test）兩個因素為標準繪制火山圖（圖9），無差異的蛋白質為灰色，顯著下調的蛋白質以藍色標注（FC＜0.67 且P＜0.05），下調蛋白質數量為10個。顯著上調的蛋白質以紅色標注（FC＞1.5且P＜0.05），上調蛋白質數量為4個，人參皂苷延緩釀酒酵母衰老可能與14個顯著差異蛋白有關。

圖9 釀酒酵母的差異蛋白篩選Fig.9 Screening of differential protein in Saccharomyces cerevisiae

為了全面了解蛋白在生物體中的功能、定位及參與的生物學途徑，通過基因本體對蛋白質進行注釋。GO 是一個標準化的功能分類體系，GO 功能注釋主要分為 3 類：生物過程，分子功能和細胞組分。蛋白質可以根據ID序列注釋的方法找到與之對應的蛋白的功能以及組成。根據圖10發現它們主要包含細胞、細胞器等細胞組分（CC），具有結合和催化活性等分子功能（MP），并參與細胞轉化和代謝等生物過程（BP）。一般情況下，某一功能類別對應的差異表達蛋白質數目越多，說明該功能越重要，需要重點關注或者進行后續深入的機制探討，為后續的研究提供思路。因此，釀酒酵母的差異蛋白在細胞組分和分子功能的改變中較多，可能與細胞代謝有密切關系。

圖10 釀酒酵母差異表達蛋白GO的分類及注釋Fig.10 Classification and annotation of differentially expressed protein GO in Saccharomyces cerevisiae

3 討論與結論

釀酒酵母的壽命包括時序壽命和復制壽命，此次實驗以其時序壽命為研究對象。本實驗以釀酒酵母體系為實驗模型，在酵母剛進入穩定期時進行給藥，篩選確定藥物濃度為180 μg/mL。查閱文獻可知很多藥物均被證明有抗衰老作用，例如姜黃素衍生物（500 μg/mL），柳樹提取物（0.1%）等[30-31]，相比較來說，人參皂苷Rg1的給藥濃度（180 μg/mL）要更小一些也具有抗衰老作用。本文篩選的人參皂苷Rb1、Rb2、Rg1、Rg2、Rg3、Rh1均有延緩酵母衰老的作用，但人參皂苷Rg1的效果最為顯著，據酵母生長曲線得出Rg1可明顯延緩酵母進入衰老期時間。結合釀酒酵母空白組和給藥人參皂苷Rg1組的生長曲線圖對比結果以及電鏡下的細胞狀態對比，加上給藥組與空白組的抗氧化指標對比結果，可以證明人參皂苷Rg1有顯著的延緩釀酒酵母衰老作用。

ROS水平可以決定不同的生物學結果。低水平的ROS可誘導細胞增殖和適應氧化，而高水平的ROS可促進衰老，造成DNA、蛋白質或脂質損傷，最終導致細胞死亡和疾病[32]。在釀酒酵母培養過程中添加人參皂苷Rg1，可顯著提高細胞內抗氧化酶類SOD、CAT 及 POD 活性并且降低活性氧的含量，減少脂質氧化，從而降低胞內活性氧對細胞的氧化損傷情況。說明人參皂苷Rg1是通過上調了內源性抗氧化系統組成部分CAT、POD與SOD的酶活水平并且降低了酵母細胞內的ROS和MDA含量，從而達到有效減緩氧化應激，延長酵母的存活時間的目的[33]。結果也表明人參皂苷Rg1既可抑制自由基的產生，也可直接對抗自由基對組織及細胞的損傷作用，或直接清除自由基，還可增強機體本身抗氧化系統的功能，從多個環節阻斷自由基的損傷作用。蛋白組學分析結果的差異蛋白篩選和GO富集分析為后續進一步驗證研究人參皂苷Rg1抗衰老提供理論與實驗基礎。人參皂苷延緩釀酒酵母衰老可能與14個顯著差異蛋白有關，并且藥物通過作用在細胞組分和細胞器中產生療效，同時很大部分作用在代謝過程中。

因此人參皂苷Rg1用來作為抗衰老藥物前景較好，具有治療各種氧化或衰老所致疾病的巨大潛力，也可以用來作為某些藥物的輔助藥物來使用。本實驗也為抗衰老與抗氧化之間的關系依據進一步進行了驗證。同時也為人參藥物、保健、美容等系列產品的開發利用提供了一定的理論指導。