桃GRAS家族全基因組鑒定與響應UV-B的表達模式分析

李晨，趙雪惠，王慶杰，王旭旭，肖偉，陳修德，付喜玲，李玲，李冬梅

桃家族全基因組鑒定與響應UV-B的表達模式分析

李晨，趙雪惠，王慶杰，王旭旭，肖偉，陳修德，付喜玲，李玲，李冬梅

（山東農業大學園藝科學與工程學院/作物生物學國家重點實驗室/山東果蔬優質高效生產協同創新中心，山東泰安 271018）

【目的】基因家族成員在調節植物生長發育中發揮著關鍵作用。通過生物信息學分析在桃基因組中的分布、結構及進化，研究家族成員在不同組織中的表達特異性及其對UV-B的響應，解析基因家族的生物學功能?！痉椒ā繉υO施油桃‘中油5號’（var.cv. Zhongyou5）補充適量UV-B（Ultraviolet-B）劑量，利用Plant TFDB數據庫鑒定桃基因家族成員。采用Clustal W、MEGA6.0、ProtParam tool、MCScanX、Circos、SMART、NCBI-CDD、ExPASy、GSDS和MEME等軟件構建系統進化樹，繪制染色體定位圖，預測蛋白的相對分子質量與等電點等理化性質等，分析基因家族成員在不同組織中的表達模式，利用qRT-PCR技術檢測桃在UV-B處理下的表達情況?！窘Y果】從桃全基因組中鑒定出48個GRAS轉錄因子家族基因，構建系統進化樹將這48個成員分為9個亞家族，在桃的8條染色體上呈不均勻分布。對基因家族進行理化性質分析發現，其蛋白平均長度為590.52 aa，等電點在4.36—7.56。家族基因結構分析表明，有40個基因不含內含子，8個基因含有1個內含子。保守元件分析顯示，家族包含20個保守元件，其中Motif 2和4在的家族中高度保守，同一個亞家族成員含有相同的保守元件，其可能具備相似的功能。然而，有些亞家族成員的表達模式不同，這可能與其保守基序之外的序列有關。在不同組織中具有不同的表達模式。葉片中經UV-B處理后上調表達最顯著，而有多達15個基因表達量呈現下調。果實中經UV-B處理后上調表達，但有9個基因表達下調。韌皮部中，UV-B處理后有14個基因上調表達，而經處理后在韌皮部中表達下調最明顯?！窘Y論】從桃基因組中共鑒定出48個GRAS基因家族成員，分布于8條染色體上；多數能響應UV-B處理，但在不同組織中的表達不盡相同。

桃；基因家族；生物信息學分析；UV-B

0 引言

【研究意義】桃是中國北方的主栽果樹之一，隨著果樹集約化栽培的推行，設施桃栽培得到了迅速發展。然而與露天栽培相比，設施栽培果樹表現出果實甜度變低、風味偏淡、綜合品質下降等問題，棚膜吸收、反射太陽光導致設施內UV-B弱化是重要的影響因素之一[1]?；蚣易宄蓡T在植物生長發育的調節中發揮著關鍵作用，包括光信號轉導、GA信號調節和腋芽分生組織形成等[2]。對桃基因家族進行生物信息學分析、組織特異性表達及響應UV-B處理的表達模式分析，有利于深入了解家族基因的潛在功能，并對桃響應UV-B光信號的基因挖掘具有重要意義?！厩叭搜芯窟M展】自20世紀80年代后期，人類活動造成了臭氧層空洞，而臭氧量的減少導致到達地表的UV-B輻射增強。UV-B是紫外線中的中波輻射（280—320 nm），約占太陽輻射總量的1.5%。其能量高，且能被核酸、蛋白質及脂類等物質吸收。研究表明UV-B具有損傷DNA、改變蛋白質結構；破壞光合作用；造成植株矮化、株型縮小，生長受抑制等負作用，對生態系統和動、植物生長產生深遠影響[1,3-4]。事實上，UV-B對植物的影響效應具有雙重性，高UV-B輻射對植物生長產生不良影響，低劑量的UV-B在基因表達、代謝活動以及生長發育等方面反而會起到正面的調節作用[5-6]。UV-B輻射是應激源還是調節器與其輻射強度和時間有關[7]。設施條件下的UV-B強度較露天弱，葉片中紫外吸收物質較露天少，補充UV-B后含量總體得到提升[8]。比較紫外線敏感品種‘旭日’和不敏感品種‘朝陽’葉片中的類黃酮含量發現，經較高強度UV-B輻射后，前者類黃酮含量先升高后降低，變化明顯，后者則相對穩定，表明朝陽更能有效適應UV-B強度的增加[7]。光受體UV RESISTANCE LOCUS8（UVR8）被發現后，UV-B由環境脅迫因子變成了特殊的信號調控因子[1]，其在光感受中具有獨特的調節機制[9-10]。在UV-B處理后，UVR8能與下游多種轉錄因子相互作用，從而啟動光形態發生[11]。長時間以較低UV-B劑量照射作物，并未發現ROS積累及其編碼基因的表達，反而會啟動UVR8信號通路，引起良性應激，但UV-B劑量超出作物承受范圍時會引起破壞性應激[12]。更有研究發現大多數植物在UV-B輻射下表現出植株形態、生理生化和激素等各個方面的變化[1]。轉錄因子在植物生長發育過程中發揮尤為重要的作用?；蚣易逋ǔ１徽J為是植物特異性轉錄調節因子家族[13]，能夠響應激素、光等多種信號來調節植物的生長發育。GRAS蛋白質由可變的N末端和高度保守的C末端組成，其被稱為GRAS結構域。該結構域主要由兩個亮氨酸七肽重復序列（LHRI和LHRII）組成的VHIID、PFYRE和SAW共3個基序組成[14-15]。在擬南芥中，將GRAS家族蛋白分為8個亞家族：DELLA、LS、SCR、SHR、PAT1、HAM、SCL9（LISCL）和SCL4/7[14]。而在水稻中[15]也認為可能會分為8個亞科，但包括一個新的亞家族SCL3，而不是SCL4/7。葡萄中GRAS家族蛋白序列也分成了8個亞家族，且其氨基酸序列主要為-螺旋和隨機卷曲，其三維結構相似[16]。擬南芥、水稻和其他植物種類的GRAS蛋白序列構建系統進化樹分析發現，其具有12個獨立的分支[17]，這些研究表明該基因家族在植物中表現出多樣化。其中，DELLA亞家族成員參與了擬南芥中的赤霉酸信號傳導[18]，葡萄中/可能響應GA負調控參與無核果實的發育[19]，亞家族成員在番茄的腋芽分生組織中起作用[20]，亞家族成員、維持了擬南芥頂端分生組織的屬性與更新[17,21]，分支中的和作為光敏色素信號通路的中間介質發揮作用[22]，亞家族成員對促進擬南芥的根細胞伸長起作用[23]。Ma等[24]證明在胡楊中過量表達（亞家族）增強了轉基因擬南芥的抗旱性和耐鹽性?！颈狙芯壳腥朦c】目前在模式植物擬南芥中，對基因家族的結構、進化、相互作用機理以及抵御逆境等方面的研究較為深入。然而，在木本植物特別是果樹中該家族基因的系統報道較少，桃基因家族成員響應UV-B光信號的功能有待進一步研究?！緮M解決的關鍵問題】以設施栽培的‘中油5號’油桃的葉片、果實和韌皮部為研究材料，對家族中的48個成員進行生物信息學分析，旨在了解其基本理化性質、家族分類、保守結構域以及基因結構等；通過檢測基因家族成員在UV-B處理后的葉片、果實和韌皮部中的表達水平，了解家族的基因性質，篩選該家族中可能響應UV-B光信號的重要基因。

1 材料與方法

試驗于2018年在山東農業大學園藝科學與工程學院進行。

1.1 試驗材料

試材為7年生設施油桃‘中油5號’（var.cv. Zhongyou5）。自開花至果實成熟期間，用1.44 kJ·m-2·d-1UV-B照射處理植株（此劑量由前期試驗篩選得出）。UV-B由專用LED UV-B燈（40 W，297 nm，南京Kazhi）提供，懸掛在樹體上方1.5 m處，通過電子自動控制裝置控制紫外燈的開/關時間，每天上午9:30—10:30補充1 h，陰雨天和下雪天停止照射。使用配備有297 nm探針的UV-B型單通道UV輻照器（北京師范大學光電儀器廠）測定燈下80—120 cm范圍內的UV-B輻射劑量為1.44 kJ·m-2·d-1，對該范圍內的功能葉（以樹體外圍一年生枝的生長點為起始點，倒數第6—8片葉）、果實和一年生枝韌皮部進行取樣，以相同設施條件下未進行UV-B照射的‘中油5號’為對照，3次重復。液氮速凍后-80℃保存備用。

1.2 數據來源與分析方法

1.2.1 桃的獲取、理化性質預測與基因染色體定位分析 從Plant TFDB（http://planttfdb.cbi.pku.edu. cn/）下載桃家族數據，利用SMART（http://smart. embl-heidelberg.de/）和NCBI-CDD工具進行蛋白結構預測，檢測候選蛋白的結構域，去除不含GRAS結構域的序列，篩選候選基因。利用ProtParam tool（http://web.expasy.org/protparam/）對所有GRAS家族氨基酸序列進行分子量和等電點預測。根據染色體的位置依次命名，利用MCScanX（http://chibba.pgml.uga. edu/mcscan2/）[25]和Circos軟件（http://circos.ca/）[26]繪制桃基因家族成員在染色體上的定位分布。2個或多個同源基因在染色體上的物理位置不超過100 kb即視為串聯重復基因[27]。

1.2.2 系統進化樹構建、結構域分析及基因結構分析 參照Nakano等[28]的分類方法，將擬南芥與桃家族成員的蛋白序列用Clustal W進行多重序列比對后導入進化樹分析軟件MEGA 6.0，采用相鄰連接法（neighbor-joining NJ；執行參數：Bootstrap method 1000，Poisson model，Pairwise deletion）構建系統進化樹，對桃GRAS蛋白進行亞族分類。利用MEME（http://me-me-suite.org/index.html）對桃保守域結構進行分析。利用GSDS online（http://gsds.cbi. pku.edu.cn/）預測基因結構。

1.3 總RNA的提取和qRT-PCR

使用RNAprep Pure多糖多酚植物總RNA提取試劑盒（天根，Cat No.DP441）提取液氮凍樣的RNA，利用HiScript?II Q RT SuperMix for qPCR（+gDNA wiper）試劑盒（Vazyme公司，中國）合成cDNA第一鏈。

采用實時熒光定量PCR的方法，用cDNA模板檢測各基因表達水平，利用Primer 3.0設計熒光定量引物，引物序列見表1，內參為桃-Actin，由生工生物工程（上海）股份有限公司合成。使用ChamQTMUniversal SYBR?qPCR Master Mix（Vazyme）進行實時熒光定量PCR。qRT-PCR反應體系為：10.0 μL 2×ChamQ Universal SYBR qPCR Master Mix，上、下游引物分別為0.4 μL（10 μmol·L-1），1.0 μL模板，8.2 μL ddH2O。每個樣品進行3次技術重復。反應條件為：95℃預變性30 s；95℃ 5 s，60℃ 30 s，40個循環，繪制溶解曲線，95℃ 15 s，60℃ 60 s，95℃ 15 s。用2-??CT法對試驗數據進行定量分析。

表1 48個PpGRAS的qRT-PCR引物序列

1.4 數據分析

采用Microsoft Excel 2003和SPSS 19.0軟件進行數據處理和統計分析，包括單因素方差分析和差異顯著性分析，應用GraphPad Prism 6.01軟件繪圖。

2 結果

2.1 桃GRAS轉錄因子家族成員與染色體分布分析

從桃基因組序列中鑒定得到48個轉錄因子家族成員，根據基因在染色體上的位置，對所有轉錄因子進行系統編號。開放式閱讀框長度在1 218—2 550 bp，蛋白長度在406—850 aa，平均長度590.52 aa，分子質量在45 828.1—78 010.1 Da，等電點在4.36—7.56，保守結構域分析結果表明，鑒定出的48個PpGRAS蛋白均具有GRAS特征結構域。桃轉錄因子的詳細信息見表2。

依據的染色體位置信息，利用Circos軟件繪制其染色體定位圖。由圖1可知，中有2個基因（和）無匹配的染色體定位信息。染色體定位分析發現，在桃的8條染色體上呈現不均勻分布，其中第6號染色體上分布最多，為14個；其次是第3號染色體，為7個；第5和7號染色體分布最少，均為3個。由于基因重復能顯著促進基因家族的擴展和蛋白質功能的多樣化，本研究分析了該基因家族的串聯重復。結果顯示7對共線GRAS基因（/；；；；；；）和10個串聯GRAS基因（；），占總數的20.83%。共線基因是能通過復制在另一基因組以相同連續順序存在的旁系同源基因，除和外，所有共線都在同一亞家族中。

圖1 桃GRAS家族基因染色體定位及其共線性預測

表2 桃GRAS及其相關信息

2.2 桃GRAS蛋白序列與擬南芥系統進化樹的對比分析

通過與擬南芥蛋白聚類分析，將桃中48個GRAS蛋白分為9個亞家族（圖2），這些亞家族是根據早期研究分類[15]或他們中的一名成員在新發現的亞家族中命名，分別為PAT1、SHR、HAM、LISCL、SCR、LS、DELLA、SCL3、U。每個亞家族的GRAS成員可能具有相似或相關的功能。一般而言，大多數亞家族都擁有來自2個物種的GRAS成員（圖2）。然而，在桃中新鑒定出來的U亞家族不包括任何擬南芥成員，表明擬南芥中譜系特異性基因缺失。LISCL是最大的子家族，包含12個成員；而在擬南芥中LISCL也是最大的子家族，包含7個成員；其次是SCL3亞家族，有9個成員。PpGRAS家族成員共形成8個旁系同源基因對，其中3對的自展值為100，而且Prupe.6G073900.1.p/Prupe.6G074000.1.p的自展值為99，U家族僅有的兩個成員Prupe.3G309800.1.p/Prupe. 8G054000.1.p的自展值達87。此外，PpGRAS與AtGRAS形成了14個直系同源基因對，其中12對的自展值為100（圖2）。

圖2 桃與擬南芥GRAS蛋白序列系統進化樹比對

2.3 桃GRAS家族保守元件和基因結構分析

基因結構多樣性作為進化的可能基礎，可以為多基因家族的進化提供有價值的信息[15,28]?；诿總€預測基因的編碼序列（CDS）和基因組DNA序列分析基因結構（圖3）。桃中家族基因的內含子數量最多為1，其中40個基因沒有內含子，其余8個基因（Prupe.2G138400.1.p、Prupe.8G220900.1.p、Prupe. 6G300900.1.p、Prupe.6G073900.1.p、Prupe. 3G040400.1.p、Prupe.8G016200.1.p、Prupe.4G233000.1.p、Prupe. 3G309800.1.p）僅有1個內含子。通常，來自桃中相同亞家族（SCL3、DELLA和LS）的具有相同的結構。

圖3 桃GRAS結構

為揭示桃中GRAS蛋白質的多樣性，進一步確定桃家族成員間的關系，采用MEME預測桃家族基因中的元件。從候選的桃GRAS蛋白質中共鑒定出20個保守元件（圖4），并列出了這些保守元件的結構域序列標識（即氨基酸組成）（圖5）。本研究發現，所有的桃GRAS蛋白都含有Motif 4，表明其在的家族中高度保守；此外，高度保守的Motif 2同樣存在于桃所有GRAS蛋白中。其中motif 2、11在SCL3亞家族成員的N端高度保守，而DELLA亞家族的3個成員的保守基序表現出較好的一致性，共有10個保守元件（motif 2、3、4、7、9、15、17、18、19和20），LS亞家族共有8個保守元件（motif 2、3、4、7、11、15、17和19），HAM亞家族中有5個共有保守元件（motif 2、4、5、9和19），SCR亞家族中共有7個保守元件（motif 2、3、4、5、7、9和17），LISCL家族中具有特異性保守元件Motif 13和在其N端高度保守的Motif 16，SHR亞家族中僅有3個共有保守元件（motif 4、5和17），PAT1亞家族中共有9個保守元件（motif 2、3、4、5、6、7、9、17和19），U亞家族共有7個保守元件（motif 2、3、4、5、9、17和19）。由此發現系統發育樹中密切相關的含有相同的保守元件，而且有的亞家族中具備專有的保守元件，表明同一個亞家族的基因具備相似的功能。從桃的基因結構和保守元件位置分析，確定大多數成員在各個亞家族中是保守的。

圖4 桃GRAS基因家族保守元件

圖5 桃GRAS結構域的序列標識

2.4 桃GRAS家族基因的組織特異性表達分析及其對UV-B的響應

家族基因在葉片、果實和韌皮部中的組織特異性分析如圖6-A所示。48個在葉片、果實和韌皮部3種組織中均有表達，表達模式存在一定的差異。33.33%的基因（16個）在葉片中的表達量高于其余兩種組織。、和在桃韌皮部中高度表達；、、和在果實中的表達最高。UV-B處理后48個基因在3個組織中也均有表達，其表達模式與CK不盡相同。其中，和在葉片中的表達量高于其他組織；和在桃韌皮部中高表達；而有25個基因在果實中的表達量低于其他組織。并且，有8個基因（和）在3個組織中的表達水平基本一致。

響應UV-B信號的在不同組織內的表達量與CK的比值見圖6-B。在葉片中，和在UV-B處理后上調表達，而31.25%的基因（15個）表達量下調。在果實中，經UV-B處理后上調表達，而有9個基因（和）下調表達。在韌皮部中，UV-B處理后有29.17%的基因（14個）上調表達，而和經處理后表達下調。另外，有7個基因（和）經UV-B處理后在各個組織內均未表現出明顯變化。

3 討論

3.1 PpGRAS轉錄因子家族的鑒定和分析

是涉及植物生長和發育等各方面重要的轉錄因子?；蚣易逶谥参镏袕V泛分布，且家族成員的數量與基因組的大小無關[21]。植物體在生物進化過程中主要通過基因組的廣泛復制和多樣化，產生基因家族中的多成員[29-30]。在擬南芥中，家族發生了2次串聯重復事件[2]。而且，基因家族的串聯重復現象在番茄、水稻、白楊和辣椒等物種中均被檢測到[2,21,31]。本研究鑒定出48個基因家族成員，低于水稻（57個）[15]、辣椒（58個）[21]和番茄（53個）[32]等作物，可能是由于桃基因組中沒有大規模的片段復制，且相對保守等原因造成的。通過染色體定位分析發現，在桃基因組中廣泛分布，且存在明顯的串聯重復現象，串聯重復基因占20.833%（10/48），這表明串聯重復在基因家族擴增和進化中起著重要作用。

研究發現，水稻中的一些GRAS蛋白質并未找到合適的亞家族[2]，本研究發現，在桃家族中同樣有兩個基因（）在系統進化樹分析中不屬于已知的8個亞家族，而且其可靠性達87，將其劃分為U亞家族，因而將桃中共劃分為9個亞家族[15]。該U亞家族成員基因的表達有所差異，其中在果實中表達較低，而在果實和韌皮部中表達都較低；UV-B處理后的表達基本不受影響，但的表達在韌皮部中上調。而DELLA、LISCL和PAT1亞家族的基因結構具有明顯的一致性，表明這些亞家族的基因具備更為相似的功能。而且還發現LISCL和PAT1亞家族的基因表達模式同樣具有明顯的特異性，主要在葉中表達。但是有些亞家族內基因的表達模式有所不同，可能參與了不同的生長發育過程。推測同一亞家族之間不同的表達差異可能與保守基序外的序列有關。此外，基因表達模式的研究可為家族基因的功能驗證提供依據?；蚣易宓南到y發育分析為進一步研究桃的功能基因組提供了理論基礎。

3.2 PpGRAS響應UV-B處理的表達分析

GRAS蛋白在多種植物中被發現，功能呈多樣性，并在不同品種、不同組織和不同生長階段所發揮的作用不盡相同[2,32]。目前，模式植物擬南芥的基因家族中的多個亞家族成員的功能已被驗證[15]。本研究發現，設施桃葉片、果實和韌皮部3個組織中均有多個響應UV-B處理，響應情況不盡相同。

3.2.1桃葉片中響應UV-B光信號的表達分析 DELLA蛋白作為負調控因子參與了GA信號的轉導過程。當DELLA蛋白接收GA信號時，會迅速降解，植株表現正常的GA響應程序[23]，而突變體植株卻表現出GA不敏感表型[33]。本研究發現，作為DELLA亞家族成員中同源基因，在UV-B處理后，在葉片中上調表達最為顯著。有研究表明，在桃上進行UV-B處理后造成了葉片中內源赤霉素含量降低[34]。由此推測，UV-B處理后可能導致葉片中內源赤霉素含量降低，又經由GA信號調控了，從而使其上調表達。

矮牽牛中主要在側生器官原基和莖原維管組織中表達，對維持莖尖分生組織活性發揮了重要作用。矮牽牛突變體植株的葉片數明顯減少，莖尖分生組織喪失分化特性，阻止了器官的形成[35]。而本研究發現，桃HAM亞家族成員經UV-B處理后在葉片中表達下調最為明顯，推測其可能響應UV-B處理后對葉片的葉原基分化起著重要作用，具體功能尚需進一步驗證。

3.2.2桃果實中響應UV-B光信號的表達分析 遠紅光、紅光和白光配合處理都降低了的轉錄水平，而且與SCL21相互作用的PAT1蛋白主要參與了phy A介導的光信號轉導過程，在光信號轉導中起著重要作用[22]。本研究發現，作為PAT1亞家族中的同源基因，經UV-B處理后在果實中顯著下調表達，表明基因家族成員在響應UV-B光信號中也可能發揮了重要作用。

作為桃SCR亞家族的成員，在桃果實中經UV-B處理后上調表達最為顯著。SHR和SCR蛋白的作用會導致細胞分裂過程的缺陷[36]，相似結果也在水稻[37]和玉米[38]中發現；而且不僅參與了根的發育調控，同時也參與了葉片保衛細胞的形成[39]。陳麗華等[40]研究發現，經GA處理后的‘無核白雞心’葡萄的果形明顯拉長，而且在GA處理后呈現整體性的上調表達，可能在響應GA處理后調控了葡萄果實細胞的分裂和分化。因而，推測可能具有響應UV-B光信號調控桃果實縱、橫徑的功能。

3.2.3桃韌皮部中響應UV-B光信號的表達分析 在擬南芥根部，SCL3能作為GAI和RGA的衰減子調控伸長區和分化區細胞的伸長，SCL3-DELLA互作調節的GA信號途徑，能與SHR/SCR途徑聯合調控分裂區基本組織的分裂時間和程度[23]。相似的結論同樣出現在毛竹中[39]。本研究發現，SCL3亞家族成員在韌皮部中經UV-B處理后下調表達最為明顯，推測可能負響應UV-B光信號，減弱對桃韌皮部細胞分裂程度的抑制。

果實發育過程中，如果基因在幼果期的表達水平高于成熟期，則其可能在果實前期發育過程中發揮重要功能。黃偉[32]研究發現，番茄中的表達在果實轉色期有顯著上升，其可能對啟動果實成熟具有重要作用。而本研究發現，作為的同源基因，經UV-B處理后在韌皮部中上調表達最為明顯，說明其可能在“源-庫”間有機物的運輸中起著重要作用。

4 結論

通過生物信息學分析預測出48個桃基因家族成員，分為9個亞家族，基因結構、染色體分布和保守元件分布等多種生信分析表明這些基因在進化過程中比較保守。采用qRT-PCR技術對桃基因家族成員進行組織特異性分析，發現48個基因在葉片、果實和韌皮部中均有表達，但表達變化不盡相同。本研究還探索了基因家族成員對UV-B的響應模式，發現多數能響應UV-B處理，表明基因家族可能在光響應方面發揮著多種潛在功能。

[1] 李冬梅, 李少旋, 徐功勛, 李晨, 付喜玲, 陳修德, 張海森, 高東升. 設施作物響應UV-B輻射的研究進展. 植物生理學報, 2018, 54(1): 36-44.

Li D M, Li S X, Xu G X, Li C, FU X L, Chen X D, Zhang H S, Gao D S. Research advances of plant response to UV-B radiation in greenhouse., 2018, 54(1): 36-44. (in Chinese)

[2] Liu X Y, Widmer A. Genome-wide comparative analysis of the GRAS gene family in populus,and rice., 2014, 32: 1129-1145.

[3] Gill S S, Tuteja N. Reactive oxygen species and antioxidant machinery in abiotic stress tolerance in crop plants., 2010, 48(12): 909-930.

[4] Lidon F C, Teixeira M, Ramalho J C. Decay of the chloroplast pool of ascorbate switches on the oxidative burst in UV-B-irradiated rice., 2012, 198(2): 130-144.

[5] Li F R, Peng S L, Chen B M, Hou Y P. A meta-analysis of the responses of woody and herbaceous plants to elevated ultraviolet-B radiation., 2010, 36(1): 1-9.

[6] Ballare C L, Caldwell M M, Flint S D, Robinson S A, Bornman J F. Effects of solar ultraviolet radiation on terrestrial ecosystems. patterns, mechanisms, and interactions with climate change., 2011, 10(2): 226-241.

[7] Frohnmeyer H, Staiger D. Ultraviolet-B radiation-mediated responses in plants, balancing damage and protection., 2003, 133(4): 1420-1428.

[8] 郭玉才. 不同棚膜及人工補充紫外線B對設施桃樹形態建造和葉片生理的影響[D]. 泰安: 山東農業大學, 2009.

Guo Y C. Effects of film and UV-B on morphology and leaf physiology of peach tree in greenhouse [D]. Tai’an: Shandong Agricultural University, 2009. (in Chinese)

[9] Christie J M, Arvai A S, Baxter K J, Heilmann M, Pratt A J, O’hara A, Kelly S M, Smith B O, HITOMI K, JENKINS G I, GETZOFF E D. Plant UVR8 photoreceptor senses UVB by tryptophan-mediated disruption of cross-dimer salt bridges., 2012, 335(6075): 1492-1496.

[10] Wu D, Hu Q, Yan Z, Chen W, Yan C Y, HUANG X, ZHANG J, YANG P Y, DENG H T, WANG J W, DENG X W, SHI Y G. Structural basis of ultraviolet-B perception by UVR8., 2012, 484(7393): 214-219.

[11] Osterlund M T, Hardtke C S, Wei N, Deng X W. Targeted destabilization of HY5 during light-regulated development of., 2000, 405(6785): 462-466.

[12] Hideg E, Jansen M A K, Strid A. UV-B exposure, ROS, and stress: Inseparable companions or loosely linked associates?, 2013, 18(2): 107-115.

[13] Sun X l, Jones W T, Rikkerink E H a. GRAS proteins: The versatile roles of intrinsically disordered proteins in plant signalling., 2012, 442(1): 1-12.

[14] Bolle C. The role of GRAS proteins in plant signal transduction and development., 2004, 218(5): 683-692.

[15] Tian C g, Wan P, Sun S h, Li J y, Chen M s. Genome-wide analysis of the GRAS gene family in rice and., 2004, 54(4): 519-532.

[16] 孫欣, 王晨, 房經貴, 慕茜, 王西成. 葡萄GRAS基因家族生物信息學分析. 江西農業學報, 2011, 23(7):1-8.

Sun X, Wang C, Fang J G, Mu Q, Wang X C. Bioinformatics analysis of GRAS gene family in grapevine., 2011, 23(7): 1-8. (in Chinese)

[17] Engstrom E M. Phylogenetic analysis of GRAS proteins from moss, lycophyte and vascular plant lineages reveals that GRAS genes arose and underwent substantial diversification in the ancestral lineage common to bryophytes and vascular plants., 2011, 6(6): 850-854.

[18] Peng J R, Carol P, Richards D E, King K E, Cowling R J, Murphy G P, Harberd N P. TheGAI gene de?nes a signaling pathway that negatively regulates gibberellin responses., 2017, 11(23): 3194-3205.

[19] 張文穎, 朱旭東, 崔騰飛, 賈海峰, 房經貴, 王晨. 葡萄VvRGL基因應答GA調控無核果實發育的研究. 西北植物學報, 2019, 39(3): 381-390.

Zhang W Y, Zhu X D, Cui T F, Jia H F, Fang J G, Wang C. VvRGL genes regulate seedless fruit development by responding to GA in grapevine., 2019, 39(3):381-390. (in Chinese)

[20] Schumacher K, Schmitt T, Rossberg M, Schmitz G, Theres K. The Lateral suppressor (Ls) gene of tomato encodes a new member of the VHIID protein family., 1999, 96(1): 290-295.

[21] 張煥欣, 董春娟, 尚慶茂. 辣椒GRAS家族全基因組鑒定與表達分析. 園藝學報, 2017, 44(12): 2305-2317.

Zhang H X, Dong C J, Shang Q M. Genome-wide identification and expression analysis of GRAS gene family in pepper., 2017, 44(12): 2305-2317. (in Chinese)

[22] 周蓮潔, 張富春, 王艷. GRAS家族基因在植物生長、代謝及逆境脅迫中的功能研究進展. 植物生理學報, 2013, 49(9): 855-860.

Zhou L J, Zhang F C, Wang Y. Research progress on the functional mechanism of GRAS family genes in plant growth, metabolism and stress., 2013, 49(9): 855-860. (in Chinese)

[23] Heo J O, Chang K S, Kim I A, Lee M H, Lee S A, Song S K, Lee M M, Lim J. Funneling of gibberellin signaling by the GRAS transcription regulator SCARECROW-LIKE 3 in theroot., 2011, 108(5): 2166-2171.

[24] Ma H S, Liang D, Shuai P, Xia X L, Yin W L. The salt- and drought-inducible poplar GRAS protein SCL7 confers salt and drought tolerance in., 2010, 61(14): 4011-4019.

[25] Wang Y P, Tang H B, Debarry J D, Tan X, Li J P, Wang X Y, Lee T H, Jin H Z, Marler B, Guo H, Kissinger J C, Paterson A H. MCScanX: A toolkit for detection and evolutionary analysis of gene synteny and collinearity., 2012, 40(7): e49.

[26] Krzywinski M, Schein J, BIROL I. Circos: An information aesthetic for comparative genomics., 2009, 19(9): 1639-1645.

[27] Huang S X, Gao Y F, Liu J K, Peng X L, Niu X L, Fei Z J, Cao S Q, Liu Y S. Genome-wide analysis of WRKY transcription factors in., 2012, 287(6): 495-513.

[28] Nakano T, Suzuki K, Fujimura T, Shinshi H. Genome-wide analysis of the ERF gene family inand rice., 2006, 140(2):411-432.

[29] 孫明岳, 周君, 譚秋平, 付喜玲, 陳修德, 李玲, 高東升. 蘋果bZIP轉錄因子家族生物信息學分析及其在休眠芽中的表達. 中國農業科學, 2016, 49(7): 1325-1345.

Sun M Y, Zhou J, Tan Q P, Fu X L, Chen X D, Li L, Gao D S. Analysis of basic leucine zipper genes and their expression during bud dormancy in apple (×)., 2016, 49(7): 1325-1345. (in Chinese)

[30] Song J, Gao Z H, Huo X M, Sun H L, Xu Y S, Shi T, Ni Z J. Genome-wide identification of the auxin response factor (ARF) gene family and expression analysis of its role associated with pistil development in Japanese apricot (Sieb. et Zucc)., 2015, 37: 145.

[31] Huang W, Xian Z Q, Kang X, Tang N, Li Z G. Genome-wide identification, phylogeny and expression analysis of GRAS gene family in tomato., 2015, 15(1): 209.

[32] 黃偉. 番茄GRAS轉錄因子家族的鑒定及SlGRAS24基因的功能研究[D]. 重慶: 重慶大學, 2016.

Huang W. Comprehensive genome-wide analysis of the GRAS transcription factor family in tomato and functional identification of SlGRAS24[D]. Chongqing: Chongqing University, 2016. (in Chinese)

[33] Acharda P, Vriezen W H, van der Straeten D, Harberd N P. Ethylene regulates Arabidopsis development via the modulation of ELLA protein growth repressor function., 2003, 15(12): 2816-2825.

[34] 吳杏春. 水稻對UV-B輻射增強的生理生化響應及其適應機制研究[D]. 福州: 福建農林大學, 2001.

WU X C. Studies on physiochemical response and its adaptive mechanism of rice (L.) exposed to enhanced Ultraviolet- B radiation [D]. Fuzhou: Fujian Agriculture and Forestry University, 2001. (in Chinese)

[35] Huang W, Peng S Y, Xian Z Q, Lin D B, Hu G J, Yang L, Ren M Z, Li Z G. Overexpression of a tomato miR171 target gene, SlGRAS24 impacts multiple agronomical traits via regulating gibberellin and auxin homeostasis., 2016, 15(4): 472-488.

[36] Koizumi K, Wu S, MacRae-Crerar A, Gallagher K L. An essential protein that interacts with endosomes and promotes movement of the SHORT-ROOT transcription factor.2011, 21(18): 1559-1564.

[37] Kamiya N, Itoh J I, Morikami A, Nagato Y, Matsuoka M. The SCARECROW gene’s role in asymmetric cell divisions in rice plants., 2003, 36(1): 45-54.

[38] Lim J, Helariutta Y, Specht C D, Jung J, Sims L, Bruce W B, Diehn S, Benfey P N. Molecular analysis of the SCARECROW gene in maize reveals a common basis for radial patterning in diverse meristems., 2000, 12(8): 1307-1318.

[39] 董麗莉, 趙韓生, 李利超, 孫化雨, 王麗麗, 高志民. 毛竹PeSCL3基因表達特征及其啟動子活性研究. 熱帶亞熱帶植物學報, 2016, 24(3): 252-258.

Dong L L, Zhao H S, Li L C, Sun H Y, Wang L L, Gao Z M. Expression characteristics and promoter activity analysis ofgene from phyllostachys edulis., 2016, 24(3): 252-258. (in Chinese)

[40] 陳麗華, 葛暉, 柴麗娟, 陳尚武, 馬會勤. 葡萄SCARECROW基因家族的分析與表達. 中國農業大學學報, 2012, 17(1): 80-87.

Chen L H, Ge H, Chai L J, Chen S W, Ma H Q. Putative SCARECROW gene family ofL. and their differential expression under GA treatment., 2012, 17(1): 80-87. (in Chinese)

Genome Identification ofFamily and Expression Pattern Analysis of Responding to UV-B in Peach

LI Chen, ZHAO XueHui, WANG QingJie, WANG XuXu, XIAO Wei, CHEN XiuDe, Fu XiLing, LI Ling, LI DongMei

(College of Horticulture Science and Engineering, Shandong Agricultural University/State Key Laboratory of Crop Biology/Shandong Collaborative Innovation Center for Fruit & Vegetable Production with High Quality and Efficiency, Taian 271018, Shandong)

【Objective】transcription factor family genes play a key role in the regulation of plant growth and development. The objectives of this study were to analyze the distribution, structure and evolution ofin the peach genome by bioinformatics, to study the expression specificity of family members in different tissues and their responses to UV-B optical signal, and to investigate the biological function oftranscription factor family genes in peach. 【Method】The facility nectarine ‘var.cv. Zhongyou5 was supplemented with an appropriate dose of UV-B (Ultraviolet-B).The peachgene in the peach genome was identified by using the Plant TFDB database.Phylogenetic tree, chromosome localization, relative mass and isoelectric point and other physical and chemical properties ofmember were analyzed with Clustal W, MEGA6.0, ProtParam tool, MCScanX, Circos, SMART, NCBI-CDD, ExPASy, GSDS2.0, and MEME, respectively. The expression pattern ofgene family in different tissues was analyzed, and the expression of some members ofgene family in peach treated with UV-B was detected by real-time fluorescence quantitative PCR (qRT-PCR).【Result】48 members oftranscription factor family were identified from the whole genome of the peach, and they could be divided into 9 categories by constructing a phylogenetic tree. Thegene showed uneven distribution on 8 chromosomes of peach. The theoretical isoelectric point of the family protein was ranged from 4.36 to 7.56, and the average number of amino acids encoded was 590.52. Gene’s structure analysis showed that 40 genes contained no introns, and 8 genes contained 1 intron. Conservative elemental analysis revealed that thefamily contains 20 conserved elements, of which Motif 2 and Motif 4 were highly conserved in thefamily. Members of the same subfamily contained the same conserved elements, suggesting that members of the same subfamily might have similar functions. However, some subfamily members had different expression patterns, which might be related to sequences other than the conserved motif. Thegenes had different expression patterns in different tissues; and most ofgenes could respond to UV-B treatment, but the expression changes were different in different tissues. In leaves,was up-regulated after UV-B treatment, while up to 15 genes were down-regulated. In the fruit,was up-regulated by UV-B treatment, but 9 genes were down-regulated. In the phloem, 14 genes were up-regulated after UV-B treatment, whilewas most down-regulated in the phloem after treatment. 【Conclusion】A total of 48gene family members were identified from the peach genome and distributed on 8 chromosomes; mostgenes responded to UV-B treatment, but the expression changes were different in different tissues. This study laid the foundation for further analysis of thefamily of genes in response to UV-B light signals and other potential functions.

peach;gene family; bioinformatic analysis; UV-B

2019-06-11；

2019-08-03

國家自然科學基金（31601706）、山東省自然科學基金（ZR2016CM09）

李晨，Tel：15650453756；E-mail：15650453756@163.com。通信222作者李冬梅，Tel：0538-8246263；E-mail：dmli2002@sdau.edu.cn

（責任編輯 趙伶俐）